Le chitosane non modifié

I.1.1.1. Description du système

La chitine a été isolée pour la première fois en 1811 par Braconnot. Aujourd’hui, la

chitine est le deuxième polysaccharide le plus important et le plus abondant dans le monde

après la cellulose. La chitine est principalement extraite de la carapace de crustacés tels que le

homard ou le crabe, mais elle est aussi présente dans les champignons et chez les insectes. Le

chitosane est obtenu par désacétylation (partielle ou totale) de la chitine et peut être décrit

comme étant un copolymère statistique composé d’unités D-glucosamine et

N-acétyl-D-glucosamine. Sa structure est donnée sur la figure II-1. Le degré d’acétylation (DA)

représente une caractéristique essentielle de la chitine et du chitosane. Il représente la fraction

d’unités N-acétyl-D-glucosamine par rapport au nombre total d’unités. Selon la valeur du

degré d’acétylation du composé, on parlera soit de la chitine (DA>50%), soit du chitosane

(DA<50%). La présence de groupements fonctionnels hydroxyles (OH) et amines (NH

₂

)

facilement substituables permet de modifier les propriétés de la molécule et donc son

comportement en solution.

Figure II-1 : Structure moléculaire de l’unité de répétition du chitosane, avec Y>0,5.

Le chitosane utilisé dans notre étude provient de la société Protan (Norvège). Sa

masse moléculaire, déterminée par diffusion de la lumière et par chromatographie (GPC), est

égale à 195000 ± 5000 g/mol. La chaîne de chitosane est ainsi constituée d’environ 1200

monomères de masse m = 166 g/mol (masse déterminée à partir du degré d’acétylation égal à

12,5% dans notre cas) et de longueur a ≈ 5Å. Sa polydispersité est égale à 1,3.

I.1.1.2. Conditions expérimentales

Dans nos expériences, le chitosane est dissous dans une solution d’acide acétique

(CH

3

COOH) à 0,3 M en présence d’acétate de sodium (CH

3

COONa) à 0,05 M. Le milieu

acide permet de solubiliser le système grâce à l’ionisation des groupements amino en C

2

de

l’unité D-glucosamine. En solution aqueuse, l’équilibre chimique (qui dépend du pH) est le

suivant :

Chit-NH

2

+ HX Chit-NH

3⁺

+ X

-A la concentration d’acide utilisée, c’est-à-dire à un pH = 3,8, tous les groupements

NH

2

sont ionisés sous la forme NH

3⁺

. Le polymère se présente ainsi sous la forme d’une

chaîne chargée positivement (polycation), caractérisée par un paramètre de charge ζ

proportionnel à la densité de charge qui dépend du pH de la solution et du degré d’acétylation

(DA). Dans le cas du chitosane, en tenant compte de la distance moyenne entre les sites

ioniques le long de la chaîne, il a été démontré [92] que ζ, pour un pH de la solution inférieur

à 4,5 est donné par :

ζ = 1,38 (1-DA) (II-1)

O O CH₃ O=C NH OH H H ^H H H H O O H HO H HO H OH H NH₂ X Y

Chapitre II : Caractérisation des matériaux étudiés et méthodes expérimentales

43

L’ajout d’un excès d’acétate de sodium permet d’écranter les charges électrostatiques de la

chaîne de chitosane. L’utilisation de l’acétate de sodium en présence d’acide acétique permet

d’obtenir une population unique de contre-ions chargés négativement : les ions acétate

CH

₃

COO

^-

.

Lorsque la concentration de sel ajouté est suffisante (≥ 0,1 M, longueur de

Debye-Hückel κ

-1

<10Å), on obtient une chaîne de chitosane globalement neutre qui aura une rigidité

caractérisée uniquement par la longueur de persistance intrinsèque, L

0

, égale à environ 80Å

[93]. On aura ainsi une chaîne neutre semi-rigide.

I.1.1.3. Caractérisation du chitosane par RMN

Les origines du chitosane et de la chitine étant diverses et variées, il est nécessaire de

caractériser le système, et notamment de déterminer le degré d’acétylation (DA). L’utilisation

de la RMN du proton nous a permis de déterminer le DA du chitosane utilisé dans ce travail

de thèse. Les mesures ont été réalisées à l’aide d’un spectromètre BRUKER AC-300 au sein

du CERMAV.

Pour ces expériences, une solution de polymère à une concentration égale à 5 g/l est

préparée dans de l’eau lourde en présence d’acide chlorhydrique (HCl) tel que le pH soit égal

à 4. Après lyophilisation, le produit récupéré est dissous dans une solution d’eau lourde en

présence d’HCl à pH = 1 puis est lyophilisé à nouveau. Cette étape est répétée trois fois pour

permettre l’échange des protons labiles des groupements hydroxyles par des atomes de

deutérium. Les protons labiles des groupements hydroxyles résonnant tous à la même

fréquence, leur échange par des atomes de deutérium permet d’éliminer le signal résiduel de

l’eau légère. Afin de diminuer la viscosité de la solution, les expériences ont été enregistrées à

une température de 85°C (ou 358K) avec un nombre d’acquisitions égal à 256 (une

acquisition correspond à un spectre, l’accumulation de spectres permettant de réduire le

rapport signal sur bruit).

La figure II-2 représente un spectre typique de RMN du proton obtenu à partir d’un

échantillon de chitosane purifié. Les déplacements chimiques des différents protons sont

donnés dans le tableau suivant :

H-1 H’-1 H-2 H-3,H-4, H-5, H-6

a

, H-6

b

-CH

3

δ (ppm) 4,8 4,54 3,13 Entre 3,2 et 3,8 1,96

Tableau II-1 : Valeurs des déplacements chimiques des différents protons du chitosane. La

Plusieurs formules ont été établies pour déterminer le degré d’acétylation (DA). Celle

que nous utilisons considère les protons H-1 et H’-1 comme référence interne [94]. H-1

représente les protons anomères des unités D-glucosamine et H’-1 ceux des unités

N-acétyl-D-glucosamine.

1 ' 1 3

3

− −

+

=

H H CH

I

I

I

DA (II-2)

où I

H-1

, I

H’-1

et I

CH3

représentent respectivement les intégrales des signaux correspondant aux

protons H-1, H’-1 et CH

3

.

Figure II-2 : Spectre obtenu par RMN

¹

H sur un échantillon de chitosane.

Le DA obtenu pour cet échantillon de chitosane est égal à 12,5%. Le paramètre de

charge ζ, déterminé à partir de la relation II-1, pour l’échantillon de chitosane qui sera étudié

par la suite en diffusion de la lumière, est égal à 1,2.

Le chitosane utilisé dans cette thèse a été purifié au sein du laboratoire selon le mode

opératoire suivant. 2,5 g de chitosane sont solubilisés dans 900 ml d’une solution d’acide

acétique à 0,5 M. Après 24 heures d’agitation, la solution est filtrée dans un premier temps

sur des creusets en verre fritté n° 2 (diamètre des pores compris entre 40 et 100µm) et 3

(diamètre des pores compris entre 16 et 40µm), puis sur des membranes SARTORIUS

(nitrate de cellulose) en diminuant la porosité de 8µm à 0,2µm de manière à éliminer toutes

0.9842 0.1017 0.4077 Integral 4.6816 4.6560 4.3735 4.0606 4.0484 3.9205 3.7854 3.7038 3.6734 3.5650 3.5272 3.4371 3.0146 2.9866 2.9561 1.8066 1.1734 1.1503 0.9774 (ppm) 0.4 0.8 1.2 1.6 2.0 2.4 2.8 3.2 3.6 4.0 4.4 4.8

CH

3

H-1

H’-1

H-2

H-3, H-4, H-5, H-6a, H-6b O O CH₃ O=C NH C OH H-4 H'-1 H H H-2 H O O H-5 HO H-1 HO H-3 OH H NH2 X Y H-6_a H-6b

Chapitre II : Caractérisation des matériaux étudiés et méthodes expérimentales

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les impuretés résiduelles non dissoutes. Le chitosane est ensuite précipité à l’aide d’une

solution de soude de fraction massique égale à 10% de manière à ramener la solution à un pH

égal à 8,5. Le précipité est filtré sur un creuset en verre fritté n°4 (diamètre des pores compris

entre 10 et 16µm) puis lavé avec 100 ml d’eau distillée. L’opération est répétée plusieurs fois

jusqu’à ce que la conductivité du filtrat soit comprise entre 10 et 20µS. Dans ces conditions,

les impuretés ainsi que les ions acétates libres, sont éliminés. Le chitosane est ensuite lavé

successivement avec des mélanges éthanol/eau dont les proportions volumiques sont 80/20,

90/10, 100/0. Après séchage sous hotte ventilée, le chitosane est récupéré sous la forme d’une

poudre avec un rendement de l’ordre de 85%.

Dans le document Propriétés structurales et dynamiques des solutions de polyélectrolytes rigides et semi-rigides et de polysaccharides associatifs (Page 49-53)