i. Régulation de comportement de groupe
Parmi les différents phénomènes physiologiques sous le contrôle de CSR se trouve le comportement de groupe. Ceci comprend les différents phénomènes impliquant la synchronisation de comportements de l’ensemble des cellules tels que la formation de biofilms et la mobilité, ainsi que les mécanismes de communication entre les bactéries appelés quorum sensing.
Le quorum sensing permet aux bactéries d’évaluer la taille de leur population ou des populations environnantes et de coordonner leur comportement (Waters and Bassler, 2005). Chez les bactéries à Gram-négatives, les lactones homosérines (AHL) sont le signal moléculaire le plus fréquent. Même si, E. coli ne produit pas d’AHL (Van Houte and Jansen, 1970), elle possède un récepteur SdiA spécifique lui permettant de percevoir les AHL synthétisées par les bactéries environnantes (van Houte and Jansen, 1970; Smith et al., 2010). CsrA régule négativement le quorum sensing en inhibant la traduction de l’ARNm sdiA (Yakhnin et al., 2011a) (Figure 23).
Dans certaines conditions environnementales, les cellules peuvent former des biofilms. Ces structures nécessitent la coordination de toutes les cellules (pour review :
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(Moons et al., 2009)). La première étape de formation d’un biofilm consiste en l’adhésion des cellules à un substrat à l’aide de différents facteurs cellulaires tels que l’homopolymère linéaire poly-β-1,6-N-acetyl-D-glucosamine (PGA) (Wang et al., 2004). L’opéron principal de la synthèse de PGA est l’opéron pgaABCD qui comporte six sites de reconnaissance par la protéine CsrA dans la partie 5’ non traduite de l’ARNm. De plus, CsrA inhibe la traduction de la protéine NhaR, facteur de transcription activant la transcription de l’opéron pgaABCD (Edwards et al., 2011; Pannuri et al., 2012; Romeo et al., 2013). Ainsi CsrA inhibe de deux façons la formation de biofilm chez E. coli (Wang et al., 2005) (Figure 23). A l’inverse, les bactéries E. coli sont capables de se mouvoir à l’aide d’un flagelle. La synthèse du flagelle est sous le contrôle du régulateur FlhDC lui-même stabilisé par la protéine CsrA (Wei et al., 2001; Yakhnin et al., 2013, 2011b) (Figure 23). Une protéine CsrA fonctionnelle est de plus essentielle à la synthèse du flagelle, entièrement absent chez la souche csrA:kan. D’un point de vue métabolique, certains métabolites intracellulaires peuvent également influer sur l’état sessile ou mobile de la cellule. Par exemple, une forte concentration de c-di-GMP favorise l’état sessile et inversement (Jonas et al., 2010). L’expression de deux enzymes, YcdT et YdeH, impliquées dans la synthèse de c-di-GMP est sous un contrôle négatif de la protéine CsrA (Jonas et al., 2008) (Figure 23).
Le système CSR régule ainsi deux phénomènes antagonistes de façon opposée en favorisant la mobilité et en inhibant la sédentarité sous forme de biofilm et ce, en régulant à la fois les effecteurs et les régulateurs de ces phénomènes physiologiques.
ii. Régulation de la virulence chez les souches E. coli pathogènes
Les souches d’E. coli entéropathogéniques (EPEC et EHEC) sont capables, en fonction des conditions environnementales, de devenir virulentes (Kaper et al., 2004). Ces bactéries se fixent aux cellules de l’hôte via un mécanisme complexe engendrant la déformation de la cellule hôte et la formation d’un piédestal qui permet l’ancrage de la bactérie à la cellule hôte et la sécrétion de molécules bactériennes (Figure 24). Dans un premier temps, les bactéries sécrètent différents effecteurs impliqués dans l’amarrage de la bactérie sur la cellule hôte : SepL, EspA, EspB, EspD via un système de sécrétion de type III. Puis, l’insertion de récepteur d’intimine (Tir) dans la membrane de la cellule hôte ainsi que la production d’intimine
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permettent la stabilisation de la cellule pathogène à la cellule hôte et la formation du piédestal (Figure 24). Ainsi, la bactérie produit directement un panel de protéines dans la cellule de l’hôte afin d’utiliser ses voies métaboliques (Croxen and Finlay, 2010).
Figure 24 : Formation du piédestal par les bactéries EPEC ou EHEC. Après la synthèse et la sécrétion des effecteurs, les
bactéries s’amarrent à la cellule ce qui aboutit à la formation d’un piédestal. (Bhatt et al., 2011).
Cinq opérons polycistroniques regroupés sous la forme d’un îlot génétique gouvernent la pathogénicité des E. coli entéropathogéniques. Ils incluent la synthèse du système de sécrétion de type III et les différents effecteurs (Moon et al., 1983). Chez une souche EPEC
csrA:kan, le nombre de piédestaux observés est fortement diminué. CsrA régule positivement
l’expression des deux opérons sepL et espADB (Bhatt et al., 2009) (Figure 23). Ceci indique un effet positif de CsrA sur la mise en place de la pathogénicité chez ces souches (Bhatt et al., 2009). Un effet négatif de CsrA sur l’expression de GrlA, activateur principal de l’îlot génétique a également été mis en évidence (Romeo et al., 2013a). Ainsi, CsrA agit à la fois comme un activateur et un inhibiteur de la pathogénicité. Cependant une surexpression de CsrA tend plutôt vers une diminution de la pathogénicité (Romeo et al., 2013).
iii. Régulation du métabolisme
La régulation post-transcriptionnelle par CSR est venue s’ajouter en 1993 aux nombreuses régulations déjà mises en évidence pour le métabolisme (Romeo et al., 1993a; Sabnis et al., 1995; Wei et al., 2000a). Des travaux menés par Edwards et son équipe ont mis
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permis de déterminer tous les transcrits co-purifiés avec la protéine CsrA lors de croissances exponentielles (Edwards et al., 2011). Parmi les 721 ARNm détectés, 61 appartiennent au métabolisme des glucides, 13 au métabolisme des acides nucléiques, 61 au métabolisme des acides aminés et 19 au métabolisme des lipides (Edwards et al., 2011) soulignant ainsi un effet du système CSR dans la régulation du métabolisme en général.
Comme expliqué précédemment, le système CSR inhibe la synthèse de glycogène en inhibant et déstabilisant l’opéron glgCAP codant pour les enzymes de la voie de biosynthèse du glycogène (Romeo et al., 1993a; Yang et al., 1996) (Figures 23 et 25). CSR impacte également négativement l’activité enzymatique de la phosphoglucomutase (Pgm), première enzyme de la voie (Sabnis et al., 1995). Tout comme sa synthèse, la dégradation du glycogène fait l’objet d’une régulation négative par CsrA. En effet, des fusions transcriptionnelles/traductionnelles ainsi que des mesures d’activités enzymatiques ont montré une régulation négative de l’expression des gènes glgP et malP par la protéine CsrA (Yang et al., 1996) (Figure 23).
Concernant le MCC, l’activité et/ou les niveaux de transcrits des enzymes gluconéogéniques PEP-carboxykinase (Pck), PEP-synthetase (Pps) et Fructose-1,6 biphosphatase (Fbp) sont diminués en présence de la protéine CsrA (Romeo et al., 1993; Sabnis et al., 1995) (Figures 23 et 25). Inversement, le système CSR semble avoir un effet positif sur la glycolyse. En effet, les activités enzymatiques de certaines enzymes de la glycolyse sont diminuées en l’absence de CsrA (Sabnis et al., 1995) (Figures 23 et 25). De plus, un mutant de surexpression de csrB, équivalent à une inhibition de l’activité de CsrA, présente un métabolisme glycolytique diminué, avec l’absence de produit de fermentation tel que l’acétate (McKee et al., 2012). Dès lors, le système CSR apparaît comme un régulateur de deux métabolismes antagonistes (Figure 25). Pernestig et al. (2003) suggèrent même son implication dans la transition métabolique d’un métabolisme glycolytique à un métabolisme gluconéogénique. Alors qu’aucune régulation n’a été mise en évidence concernant le cycle de Krebs ou la voie des pentoses phosphates, l’acétyl-coenzymeA synthétase (Acs), catalysant la consommation d’acétate extracellulaire à faible concentration (Kumari et al., 1995), serait activée par la protéine CsrA (Wei et al., 2000). Des résultats contradictoires concernant l’effet
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de CsrA sur la première enzyme du cycle du glyoxylate, l’isocitrate lysae (Icl), soulignent une régulation probable par CsrA mais qui reste encore à clarifier (Chang et al., 2013; Wei et al., 2000).
Figure 25 : Régulations du métabolisme carboné central et de la synthèse de glycogène par CsrA (Chang et al., 2013; McKee
et al., 2012; Revelles et al., 2013; Romeo, 1998; Romeo et al., 1993a; Sabnis et al., 1995; Yang et al., 1996). Mesures : Bleu:
Activités enzymatiques spécifiques, Violet: Fusion transcriptionnelles et/ou traductionnelles avec LacZ, Rouge: données de protéomiques, Etoile: Flux