IV. Discussion
3. Biais de l’étude concernant les méthodes d’analyse
La qualité des prélèvements reçus était globalement très bonne. L’emballage des colis a toujours été bien fait et pour la plupart d’entre eux, un petit pain de glace était placé à l’intérieur pour éviter que les fientes ne subissent des températures trop élevées.
64 Nous n’avons rencontré que très peu de défauts d’identification des échantillons. Les contenants étaient identifiés soit avec le nom de(s) l’espèce(s) prélevée(s) soit par le biais d’un code qui renvoyait à l’espèce correspondante sur une feuille annexe.
Dans certains cas, les quantités de matières fécales envoyées étaient très faibles ce qui demandait une adaptation de la dilution lors des coproscopies quantitatives.
Parfois, les fientes étaient accompagnées d’une grande quantité de litière de nature diverse (sable, copeaux, terre…) ce qui a eu deux conséquences. Il était tout d’abord difficile de mesurer le poids précis des fèces (nécessaire à la dilution) car ils étaient le plus souvent indissociables de la litière. Ensuite, cela gênait la lecture des lames notamment en flottation totale car même après une filtration préalable, les éléments figurés restaient en très grand nombre.
ii. Evaluation de la consistance des matières fécales
Il aurait été intéressant d’évaluer la consistance des matières fécales. En effet, une diminution de la consistance des fèces peut signer une diarrhée, qui est rapportée comme un signe clinique de la plupart des parasitoses gastro-intestinales précédemment décrites chez les oiseaux. L’objectif aurait ainsi été de préciser des seuils d’infestations à partir desquels on peut considérer que les oiseaux montrent des signes cliniques.
Dans une étude précédente (Daş et al. 2011), un scoring systématique des fèces était réalisé avant chaque coproscopie chez des poules pondeuses. Pour cela, une échelle subjective était utilisée pour évaluer la consistance des fientes qui étaient classées comme aqueuses (1), molles (2) ou sèches (3). Cette étude avait montré qu’il n’y avait pas de corrélation entre la quantité d’œufs par gramme de matière fécale et la consistance des matières fécales. Néanmoins, un des biais évoqué dans cet article était qu’il existait une augmentation significative de la quantité totale de fèces émises par jour lorsque celles-ci étaient aqueuses par rapport aux scores (2) ou (3). Ainsi, les auteurs suspectaient un effet dilution qui pouvait fausser les résultats.
L’autre point à souligner est la difficulté à mettre en place une échelle de scoring unique étant donné la diversité des espèces étudiées. En effet, la consistance des fientes est très différente d’une espèce à l’autre. D’un point de vue pratique, le scoring aurait été parfois
65 difficile à réaliser sur des échantillons envoyés avec beaucoup de litière ou sur des fientes anciennes donc très sèches n’ayant plus l’aspect qu’elles présentaient au moment de la défécation.
Enfin, même s’il convient de souligner ces pistes d’étude intéressantes, celles-ci ne rentrent pas dans le sujet initial de cette thèse.
iii. Analyse coproscopique par sédimentation
L’analyse coproscopique par sédimentation permet de mettre en évidence les œufs de parasites les plus lourds. En effet, la solution de chlorure de sodium que nous avons utilisée pour la méthode de flottation est suffisamment dense pour faire remonter à la surface les œufs de nématodes et de cestodes ainsi que les kystes de protozoaires comme Eimeria mais trop peu dense pour les œufs de trématodes. Il aurait été intéressant d’utiliser cette méthode sur quelques espèces cibles, pour rechercher les Schistosomes. Les Schistosomes sont des parasites des oiseaux aquatiques d’eau douce (Ansériformes surtout). On aurait pu les rechercher sur ces espèces mais d’une part, d’un point de vue logistique, il était difficile de rajouter cette analyse sur ces échantillons (quantité de fèces souvent faible) et d’autre part, la mise en évidence des œufs de Schistosomes est très délicate car l’excrétion des œufs dans les matières fécales est discontinue.
iv. Identification des parasites
L’identification des parasites s’est faite sur des critères morphologiques des œufs/oocystes, observés au microscope. Cette méthode ne nous a pas permis d’identifier tous les œufs. En effet, en raison des conditions de prélèvement et de transport suboptimales, certaines entités observées lors de coproscopies avaient une morphologie semblable à des œufs de parasites et présentaient des détériorations. Ces dernières ne nous ont pas permis de rattacher les structures observées à une espèce donnée avec certitude. Ces structures n’ont pas été comptabilisées lors de l’interprétation des résultats. Le nombre d’échantillons positifs est donc certainement sous-estimé, ainsi que les différentes prévalences calculées. 25 échantillons analysés présentaient des structures que nous n’avons pas pu identifier.
Pour aller plus loin et être plus précis, il aurait fallu utiliser des méthodes moléculaires conduisant à l’identification des parasites. Par manque de moyens, cela n’a pas pu être réalisé.
66 Sur le terrain, si l’on rencontre ce type de structure non identifiable lors de coproscopies, il faut prélever à nouveau un échantillon plus frais et réitérer l’analyse.
67 CONCLUSION
Ce travail a permis de mettre en évidence une grande diversité de parasites chez les oiseaux de parcs animaliers en France. La majorité de ces parasites sont des parasites à cycle direct. En effet, ces parasites peuvent plus facilement infester leur hôte même si celui-ci n’est pas dans son environnement naturel, puisqu’ils ne nécessitent pas d’hôtes intermédiaires. Considérant les disparités entre parcs, les effectifs des différents ordres et le nombre d’échantillons envoyés, il est difficile de dégager des tendances générales à propos du parasitisme dans ces parcs. La prévalence totale de coproscopies positives reste néanmoins modérée.
La qualité des prélèvements reste la base d’une bonne identification donc d’un traitement adapté. L’interprétation des résultats à l’échelle du parc est d’autant plus difficile que le prélèvement individuel est très compliqué à réaliser sur des oiseaux non domestiqués, parfois de taille conséquente. Le diagnostic se fait donc à l’échelle du groupe et il est difficile de corréler les résultats à un état clinique donné si celui-ci ne concerne qu’un individu.
Nous nous sommes également intéressés à l’aspect quantitatif des analyses coproscopiques. Nous avons produit un premier jeu de données quantitatives qu’il s’agira par la suite d’enrichir par de nouveaux résultats d’analyse. En effet, le manque de données dans la littérature à ce propos rend l’interprétation de nos résultats difficile.
Il serait intéressant de réitérer ce travail à une plus large échelle, et de comparer les résultats obtenus avec les schémas de traitements antiparasitaires appliqués par chaque parc. Ainsi pourrait-on proposer un protocole de vermifugation adapté à chaque parc zoologique.
69 Bibliographie
ATKINSON, C., THOMAS, N. et HUNTER, B., 2008. Parasitic Diseases of Wild Birds. Blackwell.
BORGSTEEDE, F. H., 1996. The effect of parasites on wildlife. The Veterinary Quarterly. 1996. Vol. 18 Suppl 3, pp. S138‑140.
BRANDÃO, J. et BEAUFRÈRE, H., 2013. Clinical Update and Treatment of Selected Infectious Gastrointestinal Diseases in Avian Species. Journal of Exotic Pet Medicine. Vol. 22, n° 2, pp. 101‑117. CARPENTER, J., 2012. Exotic Animal Formulary. Elsevier Health Sciences.
CLYDE, V. et PATTONS, S., 1996. Diagnosis, Treatment and Control of Common Parasites in Companion and Aviary Birds. Seminars in Avian and Exotic Pet Medecine. Vol. 5, n° 2, pp. 75‑84.
DAŞ, G., SAVAŞ, T., KAUFMANN, F., IDRIS, A., ABEL, H. et GAULY, M., 2011. Precision, repeatability and representative ability of faecal egg counts in Heterakis gallinarum infected chickens. Veterinary Parasitology. Vol. 183, n° 1-2, pp. 87‑94.
FARR, M. M., 1961. Further observations on survival of the protozoan parasite, Histomonas meleagridis, and eggs of poultry nematodes in feces of infected birdes. The Cornell Veterinarian. Vol. 51, pp. 3‑13.
FERRER, D., MOLINA, R., CASTELLÀ, J. et KINSELLA, J.M., 2004. Parasitic helminths in the digestive tract of six species of owls (Strigiformes) in Spain. Veterinary Journal. Vol. 167, n° 2, pp. 181‑185.
GETHINGS, O.J., SAGE, R.B. et LEATHER, S.R., 2015. Spatio-temporal factors influencing the occurrence of Syngamus trachea within release pens in the South West of England. Veterinary Parasitology. Vol. 207, n° 1-2, pp. 64‑71.
GONZÁLEZ-HEINA, G., FREDESB, F., KINSELLAC, M., LARENASD, J. et GONZÁLEZ-ACUÑAE, D., 2012. New reports of helminthes in captive exotic psittacine birds in Chile. Archiva Medecina Veterinaria Vol. 44, pp. 87–91.
GRAHAM, J.E., 2004. Approach to the dyspneic avian patient. Seminars in Avian and Exotic Pet Medicine. Vol. 13, n° 3, pp. 154‑159.
GUÉRIN, J.-L., BALLOY, Dominique et VILLATE, D. F. H., 2012. Maladies des volailles. 3ième Edition. FA. Santé Animale.
HAFIZ, AB., MUHAMMAD, A.R., MUHAMMAD, A.A., IMRAN, A.K., ABDUL, A., ZAHID, M. et SHAUKAT, H.M., 2015. Prevalence of Ascaridia galli in white leghorn layers and Fayoumi-Rhode Island red crossbred flock at government poultry farm Dina, Punjab, Pakistan. Tropical Biomedicine. Vol. 32, n° 1, pp. 11‑16.
HOLSBACK, L., CARDOSO, M.J., FAGNANI, R. et PATELLI, T.H., 2013. Natural infection by endoparasites among free-living wild animals. Revista Brasileira De Parasitologia Veterinária. Vol. 22, n° 2, pp. 302‑306.
70 HOWARD, L.L., PAPENDICK, R., STALIS, I.H., ALLEN, J.L., SUTHERLAND-SMITH, M., ZUBA, J.R., WARD, D.L. et RIDEOUT, B.A., 2002. Fenbendazole and Albendazole Toxicity in Pigeons and Doves. Journal of Avian Medicine and Surgery. Vol. 16, n° 3, pp. 203‑210.
KAMIL, S. A., DARZI, M. M., MIR, M. S., SHAH, S. A., SHAH, S. N. et KHAN, F. A., 2011. Tetrameres Fissispina Infection in Ducks from Bandipora Area of Kashmir Valley. Israel Journal of Veterinary Medicine. Vol. 66, n° 2, pp. 43–47.
KAUFMANN, F., DAŞ, G., SOHNREY, B. et GAULY, M., 2011. Helminth infections in laying hens kept in organic free range systems in Germany. Livestock Science. Vol. 141, n° 2-3, pp. 182‑187.
KIRSCH, R., 1984. Treatment of Nematodiasis in Poultry and Game Birds with Fenbendazole. Avian Diseases. Vol. 28, n° 2, pp. 311‑318.
MARTÍNEZ-PADILLA, J., REDPATH, S.M., ZEINEDDINE, M. et MOUGEOT, F., 2014. Insights into population ecology from long-term studies of red grouse Lagopus lagopus scoticus. The Journal of Animal Ecology. Vol. 83, n° 1, pp. 85‑98.
MENEZES, R.C., TORTELLY, R., GOMES, D.C. et PINTO, R.m., 2003. Nodular typhlitis associated with the nematodes Heterakis gallinarum and Heterakis isolonche in pheasants: frequency and pathology with evidence of neoplasia. Memórias Do Instituto Oswaldo Cruz. Vol. 98, n° 8, pp. 1011‑1016.
MORGAN, E. R. et VAN DIJK, J., 2012. Climate and the epidemiology of gastrointestinal nematode infections of sheep in Europe. Veterinary Parasitology. Vol. 189, n° 1, pp. 8‑14.
MORRISEY, J., 1999. Gastrointestinal Diseases of Psittacine Birds. Seminars in Avian and Exotic Pet Medecine. Vol. 8, n° 2, pp. 66‑74.
NARAYANAN, P.M., KARUNAKARAN, S., RAVINDRAN, R., GOPALAN, A.K., CHANDRASEKHAR, L., SUKUMARAN, S.I. et KALARIKKAL, D.C., 2014. Occurrence of fatal syngamosis in emu birds of Kerala. Journal of Parasitic Diseases. Vol. 38, n° 2, pp. 241‑243.
OTEGBADE, A. C. et MORENIKEJI, O. A., 2014. Gastrointestinal parasites of birds in zoological gardens in south-west Nigeria. Tropical Biomedicine. Vol. 31, n° 1, pp. 54‑62.
PAPINI, R., GIRIVETTO, M., MARANGI, M., MANCIANTI, F. et GIANGASPERO, A., 2012. Endoparasite Infections in Pet and Zoo Birds in Italy. The Scientific World Journal. Vol. 2012.
PONCE GORDO, F., HERRERA, S., CASTRO, A. T., GARCÍA DURÁN, B. et MARTÍNEZ DÍAZ, R. A., 2002. Parasites from farmed ostriches (Struthio camelus) and rheas (Rhea americana) in Europe. Veterinary Parasitology. Vol. 107, n° 1-2, pp. 137‑160.
PONCE-GORDO, F., JIMENEZ-RUIZ, E. et MARTÍNEZ-DÍAZ, R.A., 2008. Tentative identification of the species of Balantidium from ostriches (Struthio camelus) as Balantidium coli-like by analysis of polymorphic DNA. Veterinary Parasitology. Vol. 157, n° 1-2, pp. 41‑49.
ROSE, H., HOAR, B., KUTZ, S.J. et MORGAN, E.R., 2014. Exploiting parallels between livestock and wildlife: Predicting the impact of climate change on gastrointestinal nematodes in ruminants. International Journal for Parasitology. Parasites and Wildlife. Vol. 3, n° 2, pp. 209‑219.
71 SANTORO, M., TRIPEPI, M., KINSELLA, J.M., PANEBIANCO, A. et MATTIUCCI, S., 2010. Helminth infestation in birds of prey (Accipitriformes and Falconiformes) in Southern Italy. Veterinary Journal (London, England: 1997). Vol. 186, n° 1, pp. 119‑122.
SCHMIDT, R.E., 1999. Pathology of Gastrointestinal Diseases of Psitttacine Birds. Seminars in Avian and Exotic Pet Medecine. Vol. 8, n° 2, pp. 75‑82.
SCHRENZEL, M.D., MAALOUF, G.A., GAFFNEY, P.M., TOKARZ, D., KEENER, L.L., MCCLURE, D., GRIFFEY, S., MCALOOSE, D. et RIDEOUT, B.A., 2005. Molecular characterization of isosporoid coccidia (Isospora and Atoxoplasma spp.) in passerine birds. The Journal of Parasitology. Vol. 91, n° 3, pp. 635‑647. SEIVWRIGHT, L. J., REDPATH, S. M., MOUGEOT, F., WATT, L. et HUDSON, P. J., 2004. Faecal egg counts provide a reliable measure of Trichostrongylus tenuis intensities in free-living red grouse Lagopus lagopus scoticus. Journal of Helminthology. Vol. 78, n° 1, pp. 69‑76.
SMITH, S., 1996. Parasites of Birds of Prey : Their Diagnosis and Treatment. Seminars in Avian and Exotic Pet Medecine. 1996. Vol. 5, pp. 97‑105.
TARBIAT, B., JANSSON, D.S. et HÖGLUND, J., 2015. Environmental tolerance of free-living stages of the poultry roundworm Ascaridia galli. Veterinary Parasitology. Vol. 209, n° 1-2, pp. 101‑107.
VILLANÚA, D., PÉREZ-RODRÍGUEZ, L., RODRÍGUEZ, O., VIÑUELA, J. et GORTÁZAR, C., 2007. How effective is pre-release nematode control in farm-reared red-legged partridges Alectoris rufa? Journal of Helminthology. Vol. 81, n° 1, pp. 101‑103.
WEHR, E. E. et SHALKOP, W. T., 1963. Ascaridia columbae infection in pigeons: a histopathologic study of liver lesions. Avian Diseases. Vol. 7, n° 2, pp. 206‑211.
WONGRAK, K., GAULY, M. et DAŞ, G., 2015. Diurnal fluctuations in nematode egg excretion in naturally and in experimentally infected chickens. Veterinary Parasitology. Vol. 208, n° 3-4, pp. 195‑203.
72