Antibiogramme des bactéries lactique

L’antibiogramme a été effectué sur les deux souche appartenant à lespèce des lactobacille,on a testé leur résistance vis-à-vis à 7 antibiotiques après une culture de 24 h .on à mesuré les diamètre des zones d’inhibition de croissance de la souche microbienne, les résultats sont présentés dans le tableau 09 et la figure06 :

Tableau 9: antibiogramme des souches lactiques.

R : résistant S : sensible 0 1 2 3 4 5 6 7 8 0 2 4 6 8 24 é val u ation d u p H Temps en heure BL8 M6 Souches Antibiotiques BL8 M6 Amoxilline R R Carbencilline R R Ampicilline S S Cephalothine S R Nalidixin acid S S Néomycine R R Lavulanic acid S R

38 Les deux souches ont montrés une grande sensibilité vis-à-vis au antibiotique carbencilline ,ainsi ,au Nalidixin acid et Ampicilline.

Les souches ont présentées une résistance aux antibiotiques Amoxilline et Néomycine dont le diamètre est entre 0.6 cm à 1 cm.

D'après les résultats de détermination de la nature de l'agent antibactérien on constaté que :  Les de deux souches lactiques isolées (Lactobacillus BL8, Lactobacillus M6) sont

douées d'une activité antimicrobienne par production d’un agent inhibiteur .  La nature de l’agent inhibiteur n’est pas du au bactériophage ni au traitement

thermique.

 la bactérie Pseudomonas aeruginosa a été inhibée par la souche BL8 ce qui que indique que l’inhibition n’est pas due à l’acidité ni au peroxyde d’hydrogène car la bactérie Pseudomonas aeruginosa est catalase positive.

 Staphylococcus aureus est sensible aux deux bactéries lactiques

 Classification de nos deux souches dans la catégorie des bactéries moyennement acidifiante (acidité variés entre 74°D et 61°D)

40 Dans notre étude, nous nous somme intéressés a l’étude de la détermination de l’activité antimicrobienne de nos deux souches BL8 et M6 vis-à-vis des souches pathogènes à Gram+ (Staphylococcus aureus) et à Gram- (Escherichia coli et Pseudomonas sp.) par la méthode directe de Fleming (1975) qui permet de détecter tous les type d’interactions. A partir de cette technique on a permis d’observer le taux d’inhibition ainsi de déterminé l’agent inhibiteur.

La méthode de Fleming nous a permis d’observer le taux élevé d’inhibition avec un diamètre 2.3 cm.

La souche Pseudomonas aeruginosa, s’est révélée la plus sensible à l’effet inhibiteur des bactéries lactiques.

L’étude de la production de l’agent inhibiteur en milieu tamponné à pH 7 et non tamponné a permis d’observer des inhibitions dans les deux cas, donc on pu dire que l’agent inhibiteur n’est pas du à l’acidité, ni au peroxyde d’hydrogène puisque la bactérie indicatrice possède une activité catalasique.

Nous avons essayé d’étudier l’effet des enzymes protéolytiques et si la température agit sur la zone d’inhibition, et l’étude de la présence des bactériophages.

Après ces études on a permis de suggérer que l’agent inhibiteur s’est les bactériocines

A la fin nous avons essayé étudié le pouvoir acidifiant et l’antibiogramme de nos souches BL8 et M6.

Il serait intéressent de poursuivre notre étude par :  Optimisation des souches lactiques isolées  La détermination des bactériocine produite.

 Il est intéressent de faire une caractérisation plus poussée et une purification des substances inhibitrices pour les deux souches

 Caractérisation physicochimique de la bactériocine.

 Utilisation d’autre souche pathogène afin de déterminer le spectre d’action de la bactériocine

Milieu Mrs Liquide (Man, Rogosa Et Sharpe,1960)

Polypeptone 10g Extrait De Viande 10g Extrait Autolytique De Levure 5g

Glucose 20g Tween 80 1ml Phosphate Dispotassique 2g Acétate De Sodium 5g Citrate D’ammonium 2g Sulfate De Mangésium 0.2g Sulfate De Manganèse 0.05g Eau Distillée (Qsq) 1000ml Stérilisation A 121°C Pendant 15min pH 6.5 Milieu Solide : -Mrs Liquide 1000ml -Agar-Agar 18g Milieu Chapman : Peptone 10g Extrait De Viande De Bœuf 1g Chlorure De Sodium 75g Mannitol 10g Rouge De Phénol 0.025g Agar-Agar 15g Eau Distillée (Qsq) 1000ml

Milieu King A :

Polypeptone 20g Glycérol 10g Phosphate Bi Potassique Anhydre 1.5g Sulfate De Magnésium 1.5g Agar 15g Eau Distillée (Qsq) 1000ml Milieu Vrbl : Peptone 7g Extrait De Levure 3g Lactose 10g Sels Biliaires 1.5g Chlorure De Sodium 5g Rouge Neutre 0.03g Cristal Violet 0.002g Agar Agar Bactériologique 15g Eau Distillée (Qsq) 1000ml pH 7.4+/- 0.2

Milieu Tryptica-Soja Liquide:

Peptone De Caséine 17g Peptone De Farine De Soja 3 G Glucose 2,5 G Chlorure De Sodium 5 G Phosphate Dipotassique 2,5 G Eau 1000 Ml Ph : 7,3 ± 0,2

Milieu Tryptica-Soja Semi Solide

Agar-Agar 8.2g Coloration de Gram :

1-déposer une goutte d’eau de physiologique stérile sur une lame bien propre.

2-prélever un échantillon de colonie et mélangé avec la goutte d’eau. strier et sécher par passage rapide sur la flamme d’un bec benzène.

3-Coloration par le violet de gentiane ou cristal violet. Laissez agir de 30 secondes à 1 minute, puis rincez à l'eau.

4-Mordançage au lugol (solution d'iode iodo-iodurée) : étalez le lugol et laissez agir le même temps que le violet de gentiane ; rincez à l'eau déminéralisée.

5-Décoloration (rapide) à l'alcool (+acétone)est l'étape la plus importante de la coloration : versez goutte à goutte l'alcool ou un mélange alcool-acétone sur la lame inclinée obliquement, et surveillez la décoloration qui doit être rapide. Le filet doit être clair à la fin de la décoloration. Rincez abondamment avec de l'eau déminéralisée pour stopper la décoloration. 6-Recoloration à la safranine ou à la fuchsine. Mettez de l'eau distillée sur la lame et quelques gouttes de fuchsine. Laissez agir de 30 secondes à 1 minute. Lavez doucement à l'eau déminéralisée. Séchez la lame sur une platine chauffante à 50°C.

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