Analyses physico-chimiques des sédiments

2.3.1. Analyse granulométrique par sédimentation

La granulométrie des sols a été déterminée sur certains échantillons par la méthode à la pipette Robinson selon la norme AFNOR NF X 31-107. Une MS de sol correspondant à 100 mL de sol frais a été utilisée après destruction de la MO avec une solution de H2O2 30 % (v/v) et dispersion avec une solution de pyrophosphate de sodium. Cinq classes granulométriques ont été considérées : les argiles, A : 0-2 µm ; les limons fins, LF : 2-20 µm ; les limons grossiers, LG : 20-50 µm ; les sables fins, SF : 50-200 µm ; les sables grossiers, SG : 200-2 000 µm.

2.3.2. Masse volumique (ρ), teneur en eau in situ et capacité au champ (H

O

)

La masse volumique (ρ) et la teneur en eau ont été déterminées après séchage de 100 mL de sédiment à 50 °C dans une étuve ventilée jusqu’à l’obtention d’une MS constante. Les sédiments secs ont ensuite été broyés à 200 µm et conservés à basse température en attente de leurs analyses physico-chimiques.

La ρ est exprimée en g MS.cm-3 de sédiment volume frais (VF).

Pour les mesures de respiration microbienne (chapitres 4 et 5), les échantillons de sols ont été standardisés à une teneur en eau correspondant à la capacité au champ (H2OWHC) selon Chamayou et Legros (1989). Les échantillons, préalablement saturés en eau, ont été placés dans des cylindres en PVC (5 cm de diamètre, 4 cm de hauteur). Ils ont alors été disposés sur une plaque poreuse en céramique (26,7 cm de diamètre, 0,95 cm d’épaisseur, 2,5 µm de porosité), préalablement saturée d’eau distillée pendant 24 h. L’ensemble plaque et cylindres a été placé dans une enceinte fermée sous atmosphère de N2/O2 (80/20 %) à 1 bar (pF 3) pendant 48 h. À la suite de cet ajustement des teneurs en eau, fonction des caractéristiques texturales propres à chacun des sols, les échantillons ont été stockés à 25 °C. La H2OWHC des sols a été déterminée de la même façon que pour les teneurs en eau in situ en considérant un échantillon de sol de l’ordre de 30 g.

Les résultats sont exprimés en g.kg-1 de sol masse fraîche (MF).

2.3.3. pH H

O, pH

, conductivité et salinité

20 mL de sédiment frais ont été mis en suspension dans 50 mL d’eau distillée. Après 1,5 min d’agitation, la conductivité et le pH H2O ont été mesurés (inoLab

®

ensuite été ajouté pour obtenir une concentration finale d’environ 1 M. Après 1,5 min d’agitation, le pHKCl a été mesuré.

Des régressions linéaires entre les concentrations en chlorures (chlorinité) et les conductivités ont préalablement été établies. À cette fin, les concentrations en chlorures ont été mesurées par dosage colorimétrique automatisé (réactif de thiocyanate mercurique) avec un auto-analyseur à flux continu Technicon II. Au final, afin d’estimer la salinité des eaux interstitielles, la chlorinité/salinité de la suspension a été ramenée à la teneur en eau in situ.

2.3.4. Analyses élémentaires du C, N, P et S

5 à 15 mg MS de sédiment broyé à 200 µm ont été utilisés pour la détermination des teneurs totales en C, N et S. La mesure a été réalisée avec un analyseur élémentaire CHNS AS2100 ThermoQuest. Du fait de l’absence quasi totale de carbonates dans les sédiments côtiers de Guyane française, le C total a été attribué au C organique total (COT) (Marchand et al., 2004).

La mesure de Ptotal a été réalisée après attaque à l’H2O2 et à l’eau régale d’une MS de sédiment broyé à 200 µm selon la méthode standardisée AFNOR NF EN 13346 (X33-010). Les phosphates libérés par cette minéralisation ont été quantifiés par dosage colorimétrique automatisé avec un auto-analyseur à flux continu Technicon II.

Les résultats sont exprimés en g.kg-1 MS (COT et Ntotal) et en mg.kg -1

MS (Ptotal et Stotal). Les rapports molaires C/N et C/S ont été calculés à partir de ces concentrations.

2.3.5. Teneurs en ammonium (NH

), en phosphore assimilable (P

) et en sulfures acido-volatils

(S

)

Les teneurs en NH4 +

ont été mesurées selon la méthode de Koroleff (1969) modifiée par Grasshoff et Johannsen (1972). 2 mL de sédiment ont été mis en suspension dans 10 mL d’une solution de KCl 1 M acidifiée (HCl 1 M), puis agités pendant 30 min à 230 rpm pour extraire les ions NH4

+

. Les suspensions ont été ensuite centrifugées pendant 20 min à 4 000 rpm. Le dosage a été réalisé sur 2,5 mL de surnageant avec 1 mL de réactif de phénol-nitroprussiate et 1 mL de réactif de dichloroisocyanurate alcalinisé (Na3C6H5O7, 2H2O ; NaOH). Après 6 h à l’obscurité, l’absorbance du mélange a été mesurée à 660 nm avec un

spectrophotomètre Specord® 205 Analytik Jena. Les concentrations ont été déterminées à partir d’une droite d’étalonnage avec du sulfate d’ammonium et réalisée dans les mêmes conditions expérimentales.

Les teneurs en POlsen, considérées comme représentatives de la fraction de P bio-disponible du sol, ont été mesurées par dosage colorimétrique automatisé avec un auto-analyseur à flux continu Technicon II selon la méthode de Olsen et al. (1954) modifiée par Dabin (1967).

Les concentrations en S2- acido-volatils ont été mesurées selon la méthode de Chaudhry et Cornfield (1966). 20 mL de sédiment congelé (-20 °C) et 100 mL d’eau distillée dégazée ont été placés dans un ballon sous un flux d’hélium pendant 5 min. 2 mL d’HCl 4 M ont alors été ajoutés et l’ensemble chauffé à 60 °C pendant 1,5 h. Les S2- acido-volatils, déplacés sous forme de sulfures d’hydrogène (H2S) par un courant d’hélium, ont été piégés dans une solution d’acétate de zinc et de sodium 2 M et dosés par iodométrie (Rodier et al., 1978). Après réaction des sulfures de zinc avec 10 mL d’une solution d’iode 0,025 M, l’excès d’iode a été titré par une solution de thiosulfate de sodium 0,025 M à l’aide d’un potentiomètre E 536 Metrohm couplé à un dosimètre 665 Metrohm.

Les résultats sont exprimés en mg.kg-1 MS (NH4+, POlsen et S2-).

2.3.6. Spectroscopie de résonance magnétique nucléaire CP-MAS du

C à l’état solide

Préalablement aux analyses de spectroscopie de résonance magnétique nucléaire (RMN) du 13C à l’état solide (SS), les sols ont été traités avec une solution d’acide fluorhydrique (HF) 10 % (v/v) (Schmidt et al., 1997) dans le but de retirer les composés paramagnétiques, de concentrer la MO et d’améliorer la résolution des spectres RMN (Mathers et al., 2003). Pour ce faire, 2 g MS de sol (< 200 µm) de chaque répétition (n = 5) d’une même parcelle ont été regroupés. Cet échantillon composite a été mis en suspension dans 40 mL de HF 10 %, agité à 50 rpm pendant 24 h puis centrifugé à 4 500 rpm pendant 10 min. Cette opération a été répétée deux fois. Chaque culot a été rincé deux fois avec 40 mL d’eau distillée puis centrifugé à 6 000 rpm pendant 5 min. Le culot final a été séché à 50 °C dans une étuve ventilée jusqu’à l’obtention d’une MS constante. Après estimation de la perte de masse, le culot résiduel a été broyé à 200 µm.

Les spectres RMN du 13C en phase solide ont été obtenus sur un spectromètre Avance 400 MHz Bruker opérant à une fréquence de résonance du 13C de 106 MHz et en utilisant une sonde à double roulement Bruker. 80 mg MS de sol ont été placés dans un rotor en dioxyde de zirconium (4 mm de diamètre extérieur) tournant à l’angle magique (Magic Angle Spinning, MAS) à une fréquence de 10 kHz. La technique de

polarisation croisée (CP) (Schaefer et Stejskal, 1976) a été appliquée avec une rampe d’impulsion à 1H commençant à 100 % de puissance puis diminuant à 50 % pendant le temps de contact (2 ms) afin d’éviter les inadéquations de Hartmann-Hahn (Peersen et al., 1993 ; Cook et al., 1996). Pour améliorer la résolution, un découplage dipolaire GT8 de la séquence d’impulsion (Gerbaud et al., 2003) a été appliqué pendant le temps d’acquisition. Pour obtenir de bons signaux, 12 000 spectres ont été accumulés en utilisant un délai de 2,5 s. Les déplacements chimiques du 13C ont été calibrés avec le tétraméthylsilane (0 ppm) et la glycine carbonyle (176,5 ppm).

Les spectres RMN CP-MAS du 13C SS ont été divisés en quatre régions de déplacement chimique (Mathers et al., 2003) : C Alkyle (0-45 ppm), C O-Alkyle (45-112 ppm), C Aromatique (112-160 ppm) et C Carbonyle (160-210 ppm). La région des C O-Alkyles a été subdivisée en C Méthoxyle (45-60 ppm), C Hydrate de carbone (60-92 ppm) et C Di-O-Alkyle (92-112 ppm), et celle des C Aromatiques en C Aryle (112-142 ppm) et C Phénolique (142-160 ppm). Les intensités relatives de chaque région ont été déterminées par déconvolution en utilisant le logiciel Dmfit version 20111221 (Massiot et al., 2002). Des indices d’humification (Éq. 2) et d’aromaticité (Éq. 3) ont alors été calculés, respectivement, selon Baldock et Preston (1995) et Hatcher et al. (1981) :

Équation 2 Indice d'humification = C Alkyle C O-Alkyle

(Équation 3) Indice d'aromaticité = C Aromatique

(C Alkyle + C O-Alkyle + C Aromatique)×100

Enfin, les données ont été exprimées en concentration par rapport au COT en multipliant les pourcentages de chaque région RMN par la concentration en COT du résidu et par un facteur d’enrichissement (correspondant au rapport entre les masses sèches du résidu et de l’échantillon initial de sol) (Mathers et al., 2003). Enfin, les concentrations en C et en N acido-solubles ont été estimées par différence entre les concentrations de l’échantillon initial et celles du résidu en prenant en compte le facteur d’enrichissement. Les signaux de la région C Alkyle sont caractéristiques des structures méthyléniques de macromolécules aliphatiques telles que les lipides, les cires, les cutines, les subérines et les résines de plantes (Quideau et al., 2000 ; Dignac et al., 2002 ; Alarcόn-Gutiérrez et al., 2009) ainsi que des acides aminés (Kögel-Knabner,

2002). Les signaux de la région C O-Alkyle sont principalement liés à la présence d’hydrates de carbones tels que les celluloses, les hémicelluloses, la chitine et, plus globalement, les fonctions alcools (Preston et al., 1997 ; Kögel-Knabner, 2002). Une partie de ces composés peut aussi se retrouver au sein de la fraction acido-soluble. Les signaux de la région C Aromatique sont caractéristiques de composés peu dégradables tels que la lignine (C protonés, C substitués des C aromatiques, C phénoliques), les tannins, les acides aminés aromatiques des protéines et les acides phénoliques des cutines (Preston et al., 1997 ; Kögel-Knabner, 2002). Enfin, les signaux de la région C Carbonyle sont caractéristiques des C carboxyles, des amides et des esters (Preston et al., 1997 ; Kögel-Knabner, 2002).