Analyse des sols

3.3.1. Déshydratation des sols par lyophilisation

Afin de sécher les échantillons tout en limitant au maximum la volatilisation et l’oxydation des composés organiques les plus légers, la lyophilisation est préférée au séchage à l’air.

Figure 22 : Lyophilisateur

Pour cela, les échantillons sont dans un premier temps recouverts de papier aluminium afin d’éviter toute dégradation photochimique et congelés à - 80 °C. Une fois congelés, ils sont placés dans un lyophilisateur Christ Alpha 1-4 (Figure 22) dans lequel la pression est réduite à 0,140 mbar tout en maintenant la température inférieure à 0 °C afin que la glace contenue dans les échantillons se vaporise par sublimation (Figure 23, segment AB). Un condenseur réglé à - 50 °C permet alors de piéger et retransformer la vapeur précédemment formée en glace (Figure 23, segment BC). Une fois sec, Les échantillons sont remis à pression et température ambiantes.

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3.3.2. Extraction de la matière organique soluble

Le niveau de pollution d’un sol est évalué à partir de la teneur en Matière Organique Extractible (MOE) à l’aide de solvants organiques. On s’intéresse également à la composition de la MOE et notamment à sa teneur en CAP. L’étape d’extraction de la MOE est donc fondamentale pour l’évaluation de l’efficacité du traitement.

3.3.2.1. Avant extraction

 Préparation de sulfate de sodium anhydre :

Le sulfate de sodium anhydre permet d’éliminer les éventuelles dernières traces d’eau présentes dans l’extrait organique du sol. Il est conservé dans une étuve à 130 °C jusqu’à utilisation afin qu’il conserve l’intégralité de sa capacité déshydratante.

 _{Préparation de cuivre activé :}

Le cuivre activé permet d’éliminer le soufre élémentaire présent dans l’extrait organique qui pourrait perturber les analyses chromatographiques ultérieures (cf. II.2.3.3).

L’activation du cuivre s’effectue par mise en contact de cuivre solide avec de l’acide chlorhydrique. Le cuivre est ensuite rincé à l’eau distillée jusqu’à ce que celle-ci soit revenue à pH neutre. Le cuivre activé est finalement rincé à l’éthanol et au dichlorométhane puis stocké dans le dichlorométhane à - 18 °C jusqu’à utilisation.

3.3.2.2. Extraction

Deux méthodes d’extractions ont été utilisées : l’extraction manuelle et automatisée (ASE).  Extraction manuelle :

Figure 24 : Extractions manuelles

Lors d’une extraction manuelle, une masse précédemment pesée de sol (généralement 2 g) et 50 mL de chloroforme sont introduits dans un ballon de 250 mL préalablement rincé au chloroforme. Le

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ballon est ensuite agité et chauffé à reflux à la température d’ébullition du chloroforme (62 °C) pendant 45 min (Figure 24).

La phase liquide (i.e. l’extrait organique) est ensuite filtrée à l’aide d’un filtre plissé contenant 2 g de sulfate de sodium et 2 g de cuivre activé. Le volume de l’extrait organique filtré est alors réduit à approximativement 5 mL à l’aide d’un évaporateur rotatif puis réajusté généralement à 20 mL dans une fiole jaugée. Il est finalement stocké dans l’obscurité à 4 °C jusqu’à analyse.

 _{Extraction ASE :}

L’extraction automatisée est effectuée à l’aide d’un extracteur Dionex ASE 350 (Figure 25). L’ASE permet d’augmenter le rendement d’extraction tout en diminuant la durée et la quantité de solvant utilisé grâce à l’application de plus hautes pression (100 bar) et température (130 °C).

Dans un premier temps, dans la cellule d’extraction sont positionnés un filtre, 2 g de sulfate de sodium, 2 g de cuivre activé et un second filtre. La cellule est ensuite rincée avec un mélange dichlorométhane/méthanol (50/50 v/v) pendant une durée statique de 2 min. L’échantillon de sol (généralement 2 g) est alors introduit dans la cellule et extrait à deux reprises au dichlorométhane pendant une durée statique de 5 min.

Figure 25 : Extracteur ASE

Le volume de l’extrait organique est alors réduit à approximativement 5 mL à l’aide d’un TurboVap® Zymark puis réajusté généralement à 20 mL dans une fiole jaugée. Il est finalement stocké dans l’obscurité à 4 °C jusqu’à analyse.

57 3.3.2.3. Mesure de la teneur en MOE d’un sol

La teneur en MOE est déterminée en prélevant 3 mL de l’extrait organique précédemment obtenu, en évaporant progressivement le solvant sous N2 puis en pesant l’extrait sec obtenu. La teneur en MOE du sol est alors calculée selon l’équation (19) suivante :

𝑀𝑂𝐸 =

𝑚_𝑠𝑜𝑙 × 𝑉_{𝑒𝑥𝑡𝑟𝑎𝑖𝑡 𝑠𝑒𝑐} ⁽¹⁹⁾

Avec :

- MOE : teneur en matière organique extractible du sol étudié [mg/g] ; - mextrait sec : masse de l’extrait sec [g] ;

- Vextrait organique : volume total d’extrait organique [mL] ; - msol : masse de sol extraite [g] ;

- Vextrait sec : volume d’extrait organique prélevé pour la mesure de l’extrait sec [mL].

3.3.3. Quantification des CAP par chromatographie en phase gazeuse et spectrométrie de masse (GC-MS)

3.3.3.1. Principe de la GC-MS

La chromatographie en phase gazeuse permet la séparation des différents composés présents dans l’échantillon selon leur volatilité et leur affinité avec la phase stationnaire de la colonne capillaire utilisée.

La phase mobile est un gaz inerte, appelé gaz vecteur. L’échantillon est introduit dans le circuit gazeux par vaporisation dans une chambre d'injection. La vapeur formée circule dans la colonne et les composés à séparer sont plus ou moins adsorbés sur la phase stationnaire en fonction de leur taille et de leur polarité. La colonne est lentement chauffée, ce qui provoque la désorption progressive des composés qui parviennent donc en fin de colonne à différents temps de rétention. Un pic chromatographique, dont l’intensité est proportionnelle à la quantité de composé présent dans l’échantillon, est finalement obtenu pour chaque composé séparé. L’ensemble de ces pics est réuni dans un chromatogramme.

Figure 26 : Principe de la GC-MS

Le chromatographe est relié à un spectromètre de masse par une ligne de transfert chauffée pour éviter d’éventuelles condensations des composés.

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Le spectromètre de masse est constitué d'une chambre d'ionisation dans laquelle des filaments génèrent un faisceau d'électrons (70 eV). Ce faisceau bombarde les composés sortant de la colonne, provoquant alors leur ionisation ou leur fragmentation et ionisation. Les ions sont focalisés et accélérés. Ils passent ensuite dans l'analyseur du spectromètre de masse qui est un quadripôle formé de quatre barreaux sous tension. En y entrant, les ions ont un cheminement parallèle aux barreaux et une vitesse constante. Ils sont alors soumis à des oscillations complexes et perpendiculaires à leur trajet puis sélectionnés en fonction de leur rapport masse sur valence (m/z). Pour chaque fragment ionique, il existe une oscillation stable qui permet au fragment de passer au travers du quadripôle et d’être détecté par le multiplicateur d'électrons. Toutes les fréquences d'oscillation vont ainsi être balayées afin que tous les fragments présents atteignent le détecteur. Leur répartition est finalement obtenue dans un spectre de masse caractéristique d’un composé donné, permettant par conséquent son identification (Figure 26).

3.3.3.2. Quantification des CAP

La quantification des 16 HAP US EPA et de 11 CAP-O est effectuée par étalonnage interne. Vingt microlitres d’un mélange standard de CAP deutérés à 12 µg mL-1 (naphtalène-d8, acénaphtène-d10, phénanthrène-d10, pyrène-d10, chrysène-d12, pérylène-d12 et 9H-fluorénone-d8) sont ajoutés à 40 µL d’extrait organique et 40 µL de dichlorométhane avant d’être injectés en GC-MS. Pour chaque composé quantifié, une calibration a préalablement été réalisée grâce à l’injection de 7 solutions de calibration de concentrations différentes (0, 0,3, 0,6, 1,2, 3, 6 et 9,6 µg mL-1). Les courbes de calibration obtenues sont quadratiques dans la gamme étudiée et les coefficients de corrélation sont supérieurs à 0,99. La calibration est vérifiée tous les six échantillons avec un point de contrôle à 3 µg mL-1. La limite de quantification est de 7,5 mg kg-1, excepté pour le cyclopenta[def]phénanthrone, la benzo[a]fluorènone et la benzo[cd]pyrènone pour lesquels elle est de 15 mg kg-1. Des blancs (injection de dichlorométhane pur) sont également régulièrement injectés afin de contrôler l’absence de contamination externe.

3.3.3.3. Matériel et protocole d’analyse

Le matériel utilisé se trouve sur la plateforme Géochimie Organique du laboratoire GeoRessources (Vandœuvre-lès-Nancy, Grand Est, France) (Figure 27). Il consiste en un chromatographe en phase gazeuse Agilent 6890 muni d’une colonne DB 5-MS (60 m x 0,25 mm d.i. x 0,25 µm épaisseur du film) et couplé à un spectromètre de masse Agilent 5973 fonctionnant en mode full scan (de m/z 50 à m/z 550). Un microlitre d’échantillon est injecté à 300 °C en mode splitless. La température du four du chromatographe est programmée pour passer de 70 °C à 130 °C à une vitesse de 15 °C min-1 (2 min), de 130 °C à 315 °C à une vitesse de 4 °C min-1 (30 min), puis pour rester à 315 °C pendant 25 min. Le gaz vecteur est l’hélium circulant à un débit constant de 1,6 mL min-1.

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