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Submitted on 5 Jun 2020
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Evaluation de la résistance aux strongles des chèvres Créole dans le cadre de la gestion intégrée du
parasitisme
Ritchy Alexandre Khidou
To cite this version:
Ritchy Alexandre Khidou. Evaluation de la résistance aux strongles des chèvres Créole dans le cadre de la gestion intégrée du parasitisme. 2016, 34 p. �hal-01608095�
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Évaluation
de la résistance aux strongles des chèvres Créole dans le cadre de la gestion intégrée
du parasitisme
KHIDOU Ritchy Alexandre
3ème année de licence en Biologie/Biochimie parcours BSS Année 2015/2016
Tutrice de stage :
Mme MANDONNET Nathalie, Chercheur, URZ Encadrants pédagogiques :
Mr ARQUET Rémy, Responsable équipe petits ruminants au domaine de PTEA Mme FEUILLET Dalila, assistante ingénieur et Mr FELICITE Yoann, technicien au
laboratoire de l’URZ au domaine de Duclos Campus de Fouillole
BP250
97110 Pointe-à-Pitre Cedex
Centre de Recherche Antilles-Guyane INRA Domaine de Gardel et de Duclos 97160 le Moule et 97170 Petit-Bourg
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REMERCIEMENTS
Je tiens à remercier tout d'abord le Président de l’Institut National de la Recherche Agronomique (INRA) Antilles-Guyane, Monsieur OZIER-LAFONTAINE de m’avoir accueilli sur le Centre.
Je remercie la Directrice et Chercheur de l’Unité de Recherches Zootechniques (U.R.Z.) de l’INRA des Antilles et de la Guyane, Madame MANDONNET Nathalie, pour m'avoir accepté au sein de son équipe pour effectuer mon stage.
Merci à Monsieur FLEURY Jérôme, Directeur de l’unité de Gardel, pour ses encouragements. Je tiens également à remercier Monsieur ARQUET Rémy, mon encadrant de stage à Gardel pour m'avoir encouragé et soutenu durant la semaine passée ensemble.
Merci à Madame FEUILLET Dalila et Monsieur FELICITE Yoann, mes encadrants de stage pour leur rigueur scientifique, leur disponibilité, leur enthousiasme, leur soutien et leurs encouragements tout au long de mon stage.
Merci à toute l'équipe de PTEA, particulièrement aux membres de l’Unité Expérimentale de Gardel pour leur sympathie et leur disponibilité, aux membres du laboratoire pour leur professionnalisme et leur disponibilité, particulièrement à Madame SILOU Tatiana, Madame MARIE-MAGDELEINE Carine, Madame CALIF Suzitte, et Monsieur PHILIBERT Lucien ainsi qu’à l'ensemble des agents pour leur bonne humeur et leur convivialité.
Merci aussi à Madame MOUTOUSSAMY Madly pour sa sympathie, sa disponibilité pour m’avoir permis d’obtenir tout ce dont j’avais besoin pour ma rédaction du mémoire de stage.
A tous les stagiaires et thésards que j'ai rencontrés pendant ces 4 semaines. Merci pour votre joie de vivre, votre sympathie et pour la bonne ambiance crée. Merci aussi à Steeve et David, Roseline pour tous les bons moments passés ensemble. Et aussi je tiens à remercier tout le personnel du Centre de Restauration de l’INRA pour leurs merveilleux et bons plats car sans eux nous n’aurions pas pu travailler les après-midis.
Les connaissances nouvelles présentées dans ce rapport ont été acquises grâce au soutien financier de l'Europe (FEDER, FSE), de la France et de la Région Guadeloupe (dont le projet AGROECODIV).
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SOMMAIRE
INTRODUCTION. ... 6
A) CONTEXTE DE L’ETUDE ... 7
I) L’INRA STRUCTURE D’ACCUEIL.. ... 7
1) L’institut Nationale.. ... 7
2) L’Unité Expérimentale de l’URZ. ... 7
3) Le domaine de Gardel ... 8
II) Situation du sujet. ... 9
1) Le caprin Créole. ... 9
2) Les parasites gastro-intestinaux des petits ruminants aux Antilles ... ... 10
a) Hæmonchus contortus.. ... .10
b) Le cycle biologique... ... 11
c) Les pouvoirs pathogènes... ... 12
3) La Lutte contre les strongles gastro-intestinaux... ... 13
A) Moyens de lutte et cycle des strongles gastro-intestinaux... ... 13
B) Méthodes alternatives à l’utilisation des anthelminthiques chimiques. ... 14
a) La supplémentation alimentaire des animaux parasités.. ... 14
b) La vaccination contre les helminthes ... ... .15
c) La gestion des pâturages.... ... ..15
d) La lutte biologique contre les nématodes... ... .16
e) Les trainements anthelminthiques raisonnés.. ... .16
f) La Phytothérapie... ... ...17
4) La sélection d’animaux résistants.... ... .17
5) Les paramètres évalués lors du stage... ... ....18
a) Indice clinique... ... ...18
b) Le poids... ... ....19
c) Prélèvements de fèces et mesure d'excrétion d'œufs OPG.... ... ..19
d) Prélèvements sanguins (PS)... ... ...19
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B) PARTIE EXPERIMENTALE... ... .20
I) MATERIELS ET METHODES... ... ...20
1) Coproculture... ... ...20
2) Coproscopie... ... ...22
3) Mesure des hématocrites... ... ...24
4) Comptage des leucocytes éosinophiles circulants chez les ruminants ... 26
II) RESULTATS ET DISCUSSION... ... ...27
CONCLUSION... ... ...30
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES... ... ...31
ANNEXE... ... ...32
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RESUME
La durabilité des systèmes d'élevage tropicaux et tempérés extensifs est à rechercher dans l'équilibre entre le milieu et les productions, animales et végétales. Ainsi, il est judicieux de choisir les animaux pour leur adaptation aux contraintes du milieu, plutôt que de chercher à les en soustraire. Dans ce contexte, les strongyloses gastro-intestinales représentent une contrainte pathologique majeure des petits ruminants, particulièrement en zone tropicale humide. Depuis quelques années, la stratégie d'éradication des parasites a évolué vers une logique de manipulation des équilibres hôtes-parasites dans les systèmes pâturés par combinaison de diverses stratégies. La résistance génétique aux strongles gastro-intestinaux s'inscrit dans cette nouvelle démarche et y tient un rôle majeur. Durant ce stage, nous avons évaluer la résistance des chèvres Créole en utilisant un paramètre parasitologique (OPG) contenu dans les fèces, des paramètre immunologique (Éosinophiles) ainsi que des paramètres physiopathologiques (PCV,VGM,Hgb,nbGR) contenus dans le sang. Les résultats obtenus nous ont montré que les chèvres n'ont pas soufferts lors de l'infestation.
ABSTRACT
The sustainability of tropical and extensive temperate farming systems is the key for a balance between the environment (soil, fauna and flora) and animal and plant productions. The restoration or preservation of such a trophic and ecological balance requires the implementation of innovative techniques. It is vain to avoid constraints in animal rearing and wiser to choose animals for their adaptations to these constraints. In this context, gastrointestinal strongyle infections are a major constraint in small ruminants, particularly in the humid tropics. In recent years, the strategy of pest eradication has evolved to a more logical manipulation of host/parasite equilibrium in grazed systems by implementation of various actions. The genetic resistance of small ruminants to gastrointestinal strongyle infections is part of this new approach and plays a major role. During this internship, we'll evaluate the resistance of goats Creole using parasitological parameter (OPG) contained in feces, immunological parameters (eosinophils) and pathophysiological parameters (PCV, MCV, Hgb, nbGR) in the blood. The results showed us that the goats have not suffered during the infestation.
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INTRODUCTION
Le cabri Créole présente un grand intérêt socio-économique pour la Guadeloupe. Il existe un fort potentiel de production, (en 2006, 36000 cabris en Guadeloupe, DAAF Statistiques agricoles « agreste ») avec une race locale bien adaptée et productive (Alexandre et al.1997).
Actuellement, le marché est très demandeur, mais l’élevage local n’arrive pas à le fournir correctement. Il en découle de forts déséquilibres entre l’offre et la demande avec un taux de couverture inférieur à 50% (DAAF 2010), ce qui entraine une envolée des prix (22 €/ kg de viande), l’importation massive de viande congelée, et enfin des vols incessants qui mettent en danger la filière. Les autres contraintes qui pèsent sur cet élevage sont à la fois climatiques, alimentaires, mais surtout pathologiques. La pathologie majeure est liée à l’omniprésence de parasites. En effet, le climat tropical, humide et chaud, est favorable à leur développement tout au long de l’année, contrairement aux régions tempérées, où l’hiver stoppe leur prolifération. L’éradication des parasites des animaux au pâturage étant impossible, la recherche d’un équilibre entre parasite et hôte est la seule stratégie durable pour l’éleveur. Le parasitisme est une association étroite entre deux espèces vivantes, le parasite exploite l’hôte pour boucler son cycle biologique. Il permet de réguler la population hôte atteinte. Le cheptel parasité subit alors une sélection naturelle, de génération en génération les animaux deviennent de plus en plus résistants au parasitisme. Comme l’ensemble des animaux, les cabris élaborent des stratégies afin de survivre, en s’adaptant à leur environnement. L’Homme a fortement perturbé cet équilibre, en intensifiant l’élevage et en sélectionnant les chèvres sur certains caractères de production, au détriment de leur rusticité. Bien que rustique, le cabri Créole souffre de ce parasitisme exacerbé par l’intensification de l’élevage (chargement animal important, résistance des populations vermineuses aux anthelminthiques, complémentation insuffisante...).
Parallèlement, le recours de plus en plus systématique à la lutte chimique a entrainé la survenue de résistances des populations parasitaires aux matières actives employées.
L'ensemble du système d'élevage des petits ruminants doit être revu, en prenant en compte le parasitisme gastro-intestinal comme une composante du système dont on doit chercher à minimiser les effets négatifs. La résistance génétique aux strongles gastro-intestinaux s'inscrit dans cette nouvelle démarche et y tient un rôle incontournable en complémentarité avec les stratégies à moins long terme. C’est une voie pour rééquilibrer de façon graduelle et irréversible les relations hôte/parasite, au profit de l’hôte. Le modèle biologique choisi pour étudier ce caractère est la chèvre Créole
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Problématique : Comment caractériser la résistance des chèvres Créole face aux parasites ? Quelles sont les mesures mises en place pour apprécier l’efficacité de la réponse des chèvres?
A/ CONTEXTE DE L’ETUDE
I- L’INRA STRUCTURE D’ACCUEIL 1) L’institut National
Premier institut de recherche agronomique en Europe avec 10 000 chercheurs, ingénieurs et techniciens, au deuxième rang mondial pour ses publications en sciences agronomiques, l’Inra contribue à la production de connaissances et à l’innovation dans l’alimentation, l’agriculture et l’environnement.
L’institut déploie sa stratégie de recherche en mobilisant ses treize départements scientifiques et en s’appuyant sur un réseau unique en Europe, fort de plus de 200 unités de recherche et de 50 unités expérimentales implantées dans dix-sept centres en région. L’ambition est dans une perspective mondiale, de contribuer à assurer une alimentation saine et de qualité, une agriculture compétitive et durable ainsi qu’un environnement préservé et valorisé.
2) L’Unité de Recherches Zootechniques (URZ)
L’Unité de Recherches Zootechniques (URZ) créée en 1965 est rattachée au Département de Génétique Animale et est l’une des 6 unités du seul centre INRA localisé en zone tropicale, le Centre Antilles-Guyane. L’URZ a pour mission l’amélioration des productions animales dans la zone tropicale humide, avec pour finalités de produire des connaissances, des outils méthodologiques, des technologies et des innovations. Le champ d’action de l’URZ inclut les départements français d’Amérique latine, la Caraïbe et plus généralement les régions tropicales humides. Les espèces étudiées sont des ruminants et des monogastriques.
Le projet scientifique de l’URZ « Promouvoir des Systèmes d’Elevage Efficients dans un Milieu à Fortes Contraintes dans une Perspective Agroécologique» s’appuie sur quatre idées force de l’agroécologie : équilibre de l’animal avec son milieu, valorisation de l’agrobiodiversité, optimisation de l’économie circulaire, prise en compte de la complexité et de l’incertitude caractérisant les systèmes d’élevage tropicaux. Ces derniers sont considérés
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dans leur double acception biotechnique et socio-économique. Les travaux sont conduits à différents niveaux d’échelle, de l’organisme animal à l’agrosystème. Le projet est structuré autour de deux axes de recherche imbriqués, générant des travaux de valorisation, objets d’un troisième axe de recherche.
3) Le domaine expérimental de Gardel
Le Domaine de Gardel de la
Plateforme Tropicale
d’Expérimentation Animale (UE PTEA) se trouve sur la Grande Terre, créée en 1965 sur la base d’un troupeau de vaches laitières.
Il s’est ensuite étendu avec la constitution de troupeaux allaitants caprins, ovins et bovins de races locales, exploités pour la production de viande. Les expérimentations qui s’y déroulent portent sur la zootechnie et l'amélioration génétique des ruminants, les modes de conduite des pâturages et la maîtrise du parasitisme interne.
Le Domaine de Gardel de la PTEA dépend scientifiquement de l’URZ située au Domaine de Duclos en Basse Terre. Cette unité expérimentale est dirigée par Jérôme Fleury, un ingénieur de recherche. Quatorze agents permanents exercent dans le domaine. Le site couvre 49 hectares dont 44 hectares en propriété, et cinq hectares en fermage avec le département (Image 1). La totalité de la SAU est exploitée en prairies permanentes pâturées ou fauchées pour l’alimentation de l’ensemble des troupeaux de l’unité. On retrouve trois grands troupeaux d'espèces locales différentes, le troupeau bovin Créole, le troupeau caprin de race Créole et le troupeau ovin de race Martinik.
II- Situation du sujet 1) Le caprin Créole
Le caprin Créole est un mammifère ruminant de la famille des bovidés et de la sous-famille des caprins. La population caprine locale s'est constituée à partir d'importations diverses Image 1: Plan de Gardel
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(Europe, Afrique et Inde). Ces animaux ont depuis été soumis à une sélection naturelle intense par le milieu climatique, ainsi que les contraintes sanitaires et alimentaires locales. La chèvre Créole, dont l'étude des marqueurs génétiques est en cours, a un génotype proche des races africaines (Pepin et al, 1994). Cette race est officiellement reconnue depuis 1993. Ses caractéristiques principales sont la rusticité, une robe variant du noir au gris, pour un poids de 25 kg pour la femelle à 35 kg pour le mâle.
La chèvre Créole se caractérise par : une activité sexuelle continue toute l'année, l’apparition précoce de la puberté, une reprise rapide de l'activité sexuelle post-partum. Le cabri Créole peut avoir jusqu’à 3 portées en deux ans.
Ces caractéristiques physiologiques permettent de simplifier la gestion des troupeaux. En effet grâce à l’effet mâle, la synchronisation des chaleurs s’effectue naturellement et ainsi permet d’avoir une conduite intensive de la reproduction. Les taux de saillie et de fertilité sont toujours supérieurs à 90 %. De par sa fertilité, sa prolificité (deux à trois chevreaux par mise bas) et ses bonnes qualités maternelles, la chèvre Créole produit ainsi 96 kg de chevreaux sevrés au cours de 5 ans de carrière. La bonne qualité du lait permet au chevreau de passer d’un poids de naissance de 1,7 kg à un poids de 8,5 kg à 3 mois, âge du sevrage, en fonction du type de naissance (double ou simple). Le cabri Créole possède un bon potentiel d’engraissement, cependant le système d’engraissement des chevreaux se fait au pâturage, avec toutes les contraintes climatiques, alimentaires et parasitaires, ils ne peuvent exprimer que 50% de ce potentiel, soit 48 g/j. Alors que quand ils sont complémentés, ils réalisent généralement 85 g/j, voire plus, exceptionnellement 110 g/j (Fiche INRA PTEA,URZ,2015).
Les points faibles de la race Créole peuvent être liés à des croisements, avec des races étrangères et mieux conformées. En effet, nous pouvons voir que la croissance du caprin Créole est plus faible que celle des autres races, bien que les mères aient de bonnes qualités maternelles. Afin d’augmenter les performances, les éleveurs font souvent appel au croisement entre la race Créole et Boer ou Anglo-Nubien. Cependant, aujourd’hui de plus en plus d’éleveurs cherchent à préserver la race Créole, pour sa viande de qualité, sa carcasse et sa rusticité.
Les systèmes d’élevage en Guadeloupe
Les systèmes d'élevage sont très diversifiés. Le caprin, souvent associé à d'autres productions animales et agricoles, apporte un complément de revenus dans les exploitations familiales. La
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filière caprine est éclatée entre un secteur moderne professionnel très réduit et un secteur informel largement représenté sur tout le territoire, et au sein de petites unités agricoles.
L’élevage caprin en Guadeloupe se définit en tant que familial et traditionnel. Longtemps cet élevage s’est caractérisé par le fait que les animaux n’aient pas de soins particuliers, la plupart étant attachés à un piquet dans des prairies naturelles ou en bord de routes. Élevé en station expérimentale, le caprin Créole montre une grande souplesse d'adaptation à des conditions extrêmes. De nombreux outils sont utilisés pour son amélioration génétique. Les objectifs sont multiples, préserver sa productivité numérique (fertilité et qualités maternelles), renforcer sa résistance aux maladies et parasites ou améliorer ses performances d’engraissement (croissance et rendement carcasse). On qualifie de production non contrôlée, les productions qui ne passent pas les circuits d’abattages, et de commercialisation conventionnels.
2- Les parasites gastro-intestinaux des petits ruminants aux Antilles
Il existe de nombreux parasites internes. Il y a trois grandes familles de vers ; les vers ronds ou nématodes : Haemonchus contortus, Trichostrongylus colubriformis et Oesophagostomum columbianum ; les vers annelés (cestodes) : Moniezia expansa et les vers plats (trématodes). (Figure 2)
a) H. contortus
H. contortus est ici l’un des parasites les plus connus et virulents. Il fait partie de l’ordre des Strongylida, du sous-ordre des Trichostrongylina, de la famille des Hæmonchidæ. H.contortus est un parasite de la caillette des petits ruminants ovins et caprins.
H. contortus et T. colubriformis sont généralement dominants dans toute la ceinture tropicale et subtropicale. On considère qu'Hæmonchus est le parasite ayant le plus fort impact sur la santé des petits ruminants et sur le niveau de vie des éleveurs pauvres (Afrique, Inde...). Une étude récente en Guadeloupe estime à 81% la perte des revenus générés par H.contortus sur l'élevage caprin, en cas de perte d'efficacité des anthelminthiques*. Ces espèces sont aussi présentes en zone tempérée, et des populations d’'H. contortus sont établies jusque dans le sud de la Suède. Les perspectives de réchauffement climatique devraient favoriser l'extension de l'aire de répartition d'H. contortus vers le nord et en altitude.
Figure 2: Différents types de parasites
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b) Le cycle biologique
H.contortus a un cycle monorème (absence d’hôte intermédiaire) en deux phases, une phase libre dans le milieu extérieur et une phase parasitaire chez l’hôte. Les œufs fécondés sont déposés au sol dans les fèces*. Les œufs éclosent en environ 24 h en larves rhabditiformes de premier stade (L1), puis de deuxième stade (L2). Ils se nourrissent des microorganismes fécaux. La larve infestante (L3) ne se nourrit pas, mais quitte les fèces pour se disperser dans la strate herbacée du pâturage, où elle pourra être ingérée avec l'herbe par un hôte potentiel.
Une fois ingérées, les larves L3 pénètrent dans les muqueuses digestives pour continuer leur développement au stade (L4) dans la caillette (Figure 3). La caillette est une poche de l’estomac des ruminants, où est sécrété le suc gastrique. Les larves immatures émergent de la paroi en quelques jours après l’infestation et se nourrissent de sang. Pour finir, après la dernière mue, ils se différencient en individus mâles et femelles (L5). La durée comprise entre l’ingestion des larves infestantes et la ponte par des femelles se définit comme la période prépatente et dure entre 14 et 21 jours en moyenne.
*Anthelminthique: Médicament antiparasitaire. Étymologiquement parlant, ce mot désigne spécifiquement les médicaments luttant contre les helminthoses, c'est-à-dire détruisant les helminthes (chez l'homme, l'animal ou la plante), mais il désigne en réalité plus souvent les antiparasitaires ciblant les nématodes et trématodes (Platyhelminthes) susceptible de parasiter les réseaux sanguins et lymphatiques, des tissus conjonctifs ou des organes creux (cavités urogénitales, poumons avec par exemple Syngamus trachea, parasite hématophage des poumons des oiseaux), ainsi que tous les parasites intestinaux.
Figure 3: Cycle parasitaire
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*Fèces : excréments solides, elles sont formées des constituants alimentaires non digérés, de corps bactériens et de constituants endogènes.
c) Les pouvoirs pathogènes
Ce parasite, hématophage (se nourrit de sang) dès le stade L4, est responsable d’importantes pertes de production dans les élevages de petits ruminants (mortalité pouvant dépasser 30%).
L’Hæmonchose des petits ruminants est connue sous trois formes :
- Hæmonchose suraiguë : forme peu fréquente, liée à des infestations massives chez des animaux apparemment en bonne santé, qui meurent de façon subite d’une gastrite hémorragique sévère.
- Hæmonchose aiguë : forme typique, caractérisée par une anémie avec chute progressive et dramatique de l’hématocrite, survenant généralement deux semaines environ après l’infestation ; la moelle osseuse est rapidement dépassée et l’hématocrite chute jusqu’à la mort de l’animal. Le phénomène est également aggravé par la perte continuelle en protéines et en fer. Symptômes généraux Faiblesse, essoufflement, amaigrissement Symptômes locaux Pâleur sévère des muqueuses (oculaire, buccale, vulvaire) ; apparition d’œdèmes (« signe de la bouteille »).
- Hæmonchose chronique : forme la plus fréquente, à l’origine des pertes économiques les plus importantes en raison d’une morbidité élevée. Elle apparaît de façon discrète et aboutit à une dégradation de l’état général rappelant la malnutrition. Le pouvoir pathogène d’H.contortus est principalement lié à son action spoliatrice sur l’hôte (mode d’alimentation hématophage ayant pour conséquence une spoliation de sang et une anémie), mais également à un effet traumatique local (lors de la phase parasitaire intra- muqueuse des stades larvaires et lors de la phase de nutrition des adultes). La perturbation des fonctions digestives (modification de la perméabilité de la muqueuse, altération des fonctions sécrétoires, troubles de la motricité et du débit abomaso-duodénal) est à l’origine d’une réduction de la dégradation des protéines alimentaires et d’une malabsorption et peut favoriser la survenue d’infections secondaires (Chermette 1982 ; Bueno,1982).
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3) La Lutte contre les strongles gastro-intestinaux
A) Moyens de lutte et cycle des strongles gastro-intestinaux
La lutte intégrée consiste à combiner différents moyens de maîtrise du parasitisme pour pouvoir mieux le traiter. Les différentes méthodes de lutte mises en jeu dans la lutte intégrée contre les SGI cibleront donc une ou plusieurs étapes du cycle du parasite et/ou de la réponse animale à l’agression parasitaire selon trois axes présenté en Figure 4.
Les différents moyens de lutte contre les parasites gastro-intestinaux agissent soit :
- Axe 1 : En éliminant la population vermineuse installée dans l’animal : C’est le cas de l’utilisation raisonnée des anthelminthiques, et de la phytothérapie.
- Axe 2 : En stimulant la résistance et/ou la résilience de l’hôte : C’est le cas de la sélection génétique, la supplémentation alimentaire, de la phytothérapie et de la vaccination.
- Axe 3 : En minimisant la contamination du pâturage : C’est le cas de la lutte biologique, de la gestion des pâturages, la phytothérapie et de l’utilisation raisonnée des anthelminthiques.
Figure 4 : Contrôle intégré du parasitisme gastro intestinal chez le caprin (par INRA).
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B) Méthodes alternatives à l’utilisation des anthelminthiques chimiques
Il existe plusieurs modes de gestion non ou partiellement chimique, du parasitisme par les SGI. Ces méthodes alternatives sont à des stades de développement plus ou moins avancés et, selon l’axe ciblé (Figure 4), les moyens utilisés seront de natures différentes. Hormis la sélection d’animaux résistants qui sera décrite plus avant, six méthodes alternatives sont étudiées.
a) La supplémentation alimentaire des animaux parasités
Il existe une corrélation positive entre les états de « malnutrition » et le parasitisme gastro- intestinal. En effet, le parasitisme GI entraîne une baisse d’ingestion volontaire de la ration.
La malabsorption des nutriments et la baisse de digestibilité des aliments alors occasionnées, entrainent une inefficacité à la fois dans l’utilisation des nutriments et dans la réponse immunitaire. Ces déséquilibres peuvent avoir un impact plus ou moins important en fonction de l’espèce, du stade physiologique de l’animal (pré-sevrage) et de son statut génétique. Le déficit protéique induit est le facteur majeur de l’affaiblissement de l’hôte. Cependant, une perte en énergie et minéraux est également observée. La supplémentation alimentaire des animaux, en protéines surtout, mais également en minéraux, en vitamines et en énergie permet d’augmenter à la fois la résistance et la résilience de l’hôte.
b) La vaccination contre les helminthes
Il existe à l’heure actuelle un vaccin commercialisé contre la dictyocaulose bovine, mais aucun vaccin n’est disponible contre les SGI des petits ruminants. Des travaux sont en cours notamment sur le parasite H.contortus, en utilisant les cystéines-protéases issues des cellules intestinales du parasite. Cependant la recherche de vaccins anthelminthiques se heurte à la complexité du processus naturel d’élimination du parasite par la réponse immunitaire. En effet, cette réponse met en jeu entre autres : les antigènes du parasite (prise en compte des différents stades de développement et des différentes souches), l’induction d’une réponse immunitaire spécifique du phénotype de l’hôte et l’activation des mécanismes immunitaires appropriés. Alors que les nouvelles technologies ont permis de réaliser des progrès significatifs dans l’identification des antigènes du vaccin, la production à grande échelle de ces antigènes et de leur présentation avec les systèmes d’adjuvant approprié restent un problème majeur dans la recherche d’un vaccin. Ce sont donc l’identification des interactions
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moléculaires impliquées dans la réponse immunitaire innée contre les helminthiases et l’application de nouvelles technologies de génomique et de protéomique qui sont susceptibles de conduire à des avancées majeures dans ces domaines de recherche. Enfin, si un vaccin efficace est mis au point, la prochaine étape sera de prouver sa viabilité dans des conditions où les infestations sont mixtes.
c) La gestion des pâturages
Ce moyen de lutte contre les SGI est basé sur une intervention directe sur la phase de vie libre du parasite. Il a pour but de diminuer les infestations des parcelles afin de réduire au maximum les possibilités de contact entre l’hôte et les larves infestantes (L3) et maintenir ainsi un niveau de productivité acceptable. Cette méthode n'est pas évidente car il faut installer des clôtures pour instaurer une rotation des pâtures ce qui est coûteux pour l’éleveur.
Cependant, si cette gestion des pâturages est réalisée avec succès dans les régions tropicales où la durée de vie des L3 est courte dans le milieu extérieur, il n’en va pas de même dans les régions tempérées où la survie de ces larves est bien plus longue.
Il s’agit de créer un système de pâturage mixte ou alterné (rotation) entre deux espèces animales, le plus souvent gros et petits ruminants. La spécificité de certains parasites pour une espèce animale donnée permet ainsi de briser les cycles parasitaires. Une autre méthode consiste à alterner le pâturage avec un seul type d’hôte, la différence de sensibilité entre jeunes et adultes peut être mise à profit afin de réduire la pression d’infestation rencontrée par les animaux jeunes qui sont les plus réceptifs. Le principe général consiste à ce que les jeunes animaux précèdent toujours les adultes sur des parcelles saines.
d) La lutte biologique contre les nématodes
La lutte biologique consiste en la limitation de la taille des populations d’une espèce en utilisant un autre organisme. Cette méthode vise à réduire la quantité, des œufs et des larves infestantes, sur les pâturages. Elle agit donc sur la phase de vie libre du parasite. Ainsi la réduction de l’infestation des pâturages devrait aider les agriculteurs à maintenir ou à améliorer les niveaux de production, tout en réduisant la dépendance à l’égard des traitements anthelminthiques. Parmi les agents biologiques, les champignons nématophages et les vers de terre ont montré un potentiel de réduction du nombre de parasites sur le pâturage. L’intérêt majeur de cette méthode est sa polyvalence d’actions contre la plupart des espèces de
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strongles gastro-intestinaux, mais il reste encore à démontrer l’efficacité observée en expérimentation, à l’échelle du troupeau.
e) Les traitements anthelminthiques raisonnés
Il s’agit de traiter seulement les animaux incapables de résister au parasitisme, afin de conserver une population parasitaire sensible aux anthelminthiques encore efficaces.
La méthode Famacha est une méthode d’évaluation clinique de l’état d’anémie des animaux les plus parasités par H.contortus. Cette méthode appliquée en zone tropicale sur des chèvres infestées par H.contortus a montré que son utilisation permettrait de ménager un refuge efficace : moins de la moitié des chèvres du troupeau nécessitent un traitement antiparasitaire pendant la période d’allaitement des chevreaux.
f) La Phytothérapie
Les plantes ou leurs extraits, sont utilisées depuis des siècles en médecine vétérinaire aussi bien en usage externe qu’en usage interne pour traiter toutes sortes de pathologies. Les plantes élaborent en effet, une multitude de molécules organiques (glucides, acides, lipides et apparentés, substances peptidiques, saponosides, alcaloïdes, polyphénols, terpènes, stéroïdes, vitamines et éléments minéraux). Ces métabolites sont nécessaires à leur fonctionnement et à leur relation avec le milieu extérieur. Parmi eux, les métabolites secondaires (MS) que constituent : les saponosides, alcaloïdes, polyphénols, terpènes, stéroïdes, acides aminés non protéiques, glucosides cyanogènes et autres hétérosides sont des composés qui ne sont pas indispensables aux fonctions principales de la plante. Ces MS sont actuellement associés à la défense de la plante dans notamment : la défense contre les insectes herbivores et du pâturage, la défense contre les micro-organismes, y compris les bactéries, les champignons et les virus, défense contre d’autres plantes en compétition pour les nutriments et la lumière, la protection contre l’effet néfaste des rayons UV. Certains MS sont connus pour être efficaces dans la lutte contre les parasites GI des ruminants. Exemple de plantes utilisées: la banane, le manioc, graines de papaye (Marie-Magdeleine, 2009).
4) La sélection d’animaux résistants
La résistance génétique aux strongles gastro-intestinaux s'inscrit dans cette nouvelle démarche et y tient un rôle incontournable en complémentarité avec les stratégies à moins long terme.
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C’est une voie pour rééquilibrer de façon graduelle et irréversible les relations hôte/parasite, au profit de l’hôte. Le modèle biologique choisi pour étudier ce caractère est la chèvre Créole, chèvre locale de petite taille, aux bonnes aptitudes maternelles, issue du métissage de chèvres d’Afrique et d’Europe de l’ouest. Cette chèvre rustique est bien adaptée au climat tropical et présente une certaine tolérance aux parasites internes. Les éleveurs guadeloupéens l’utilisent pour la production de viande.
Depuis plus de 15 ans, l’équipe INRA-URZ, soutenue par l’UE-PTEA, a travaillé à l’évaluation de la variabilité génétique disponible pour la sélection sur le caractère de résistance aux SGI chez la chèvre Créole et à la proposition d’outils pour mettre en œuvre un schéma d’amélioration génétique dans cette race élevée au pâturage (Mandonnet et al., 2014).
Une démarche de recherche participative, en étroite collaboration avec la coopérative CabriCoop, a été conçue en 4 étapes: (i) Une enquête de terrain a permis de décrire les systèmes d’élevage caprins en Guadeloupe et de recueillir les souhaits des éleveurs en matière d’objectifs de sélection (Gunia et al., 2010) ; (ii) Un modèle biotechnique déterministe d’un atelier d’élevage caprin a été conçu pour estimer les pondérations économiques de l’objectif de sélection (Gunia et al., 2013) ; (iii) Les paramètres génétiques des caractères de production, de reproduction et d’adaptation pris en compte dans l’index de sélection ont été estimés (Gunia et al., 2011) ; (iv) Enfin, l’optimisation du schéma de sélection et l’estimation du progrès génétique attendu a été réalisée (Gunia et al., 2013).
On a donc recours à un ensemble de paramètres pour caractériser un statut de résistance ou de sensibilité. Ces paramètres peuvent être classés en trois catégories : les paramètres parasitologiques, immunologiques et physiopathologiques. Les paramètres parasitologiques (excrétion d’œufs, charge parasitaire) sont relatifs à des mesures du cycle parasitaire et reflètent le niveau d’infestation de l’animal. Les paramètres immunologiques (anticorps, éosinophilie sanguine et tissulaire, mastocytes, etc.) estiment la résistance à travers l’intensité des réactions immunitaires de l’hôte en présence de nématodes. Enfin, les paramètres physiopathologiques (hématocrite, albuminémie, pepsinogène sérique, «dag score») évaluent les effets délétères de l’infestation parasitaire et reflètent la résilience des hôtes. La résilience s’évalue en perte de croissance par rapport à des animaux sains, ou encore comme une fréquence de traitements anthelminthiques indispensables pour maintenir un bon niveau de croissance (infestation par T.colubriformis), ou pour contenir l’intensité de l’anémie lors d’infestation par H.contortus (méthode Famacha, Mahieu et al 2007). La tolérance s’exprime
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quant à elle en termes de chance de survie à l’exposition à un stress parasitaire sévère (Mandonnet et al 2003).
5) Les paramètres évalués lors du stage a) Indice clinique
L’indice clinique dépend de trois critères notés de 1 à 5, l’aspect du poil, l’état corporel et l’anémie évaluée par la méthode
FAMACHA (Figure 5): diagnostique de l’Hæmonchose par l’appréciation de la couleur de la conjonctive de l’œil. Ces notes permettent d’apprécier l’état de santé de l’animal. Plus l’animal a une note élevée, moins son indice corporel est bon.
Chaque caprin est noté par le même expérimentateur, car malgré les consignes données, les notes sont avant tout des appréciations. L’état corporel évalue le niveau des réserves corporelles. Il s’apprécie à partir de la palpation lombaire et sternale. Les chèvres comme la plupart des ruminants ont la capacité de mobiliser des réserves lorsque le besoin s’en fait ressentir, comme par exemple en période de sécheresse. Chez les races rustiques cette faculté est particulièrement développée. Les indicateurs d’état corporel fourni sont ceux habituellement recommandés par la chambre d’agriculture. Aujourd’hui, il est difficile de connaitre précisément les notes d’état corporel d’un animal de race Créole. La fiabilité de ces appréciations repose sur le savoir-faire du technicien. Le dernier critère est l’aspect du poil.
Une robe luisante, est signe de bon état de santé, inversement un poil terne et « piqué » traduit un état de santé défaillant.
b) Le poids
Pour un meilleur suivi, nous avons pesé et réalisé les Indices corporels environ toutes les semaines. Les pesées sont réalisées dans les mêmes conditions, à la même heure, avec une balance électronique dont l’amplitude est fixée à 1000g. Ces mesures ont pour but d’observer la croissance des animaux. L’évolution de la croissance est évaluée par le gain moyen quotidien des caprins (GMQ).
Figure 5: Règle de décision pour le traitement ciblé selon la Méthode
FAMACHA
Figure 6: Balance électronique
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c) Prélèvements de fèces et mesure d’excrétion d’œufs OPG
Le NaCl permet la séparation des œufs de fèces, et le phénomène de sédimentation est accéléré par centrifugation. Les œufs sont récupérés dans le surnageant. Théoriquement, si l’hôte est résistant, il offre un environnement défavorable au parasite qui ne se développe pas correctement voire ne boucle pas son cycle
d) Prélèvements sanguins (PS)
Les prélèvements sanguins effectués avec des tubes EDTA k2 sont analysés grâce à un automate, MS59. Il réalise systématiquement de nombreux comptages (environ 20), mais seuls quatre d’entre eux sont utilisés pour ce protocole. Les principaux paramètres sur lesquels je vais m’attarder sont l’hématocrite (PCV), l’hémoglobine (Hgb) et le nombre d’éosinophiles.
L’hématocrite est une mesure qui permet de calculer le pourcentage du volume d’hématies par rapport au volume total de sang. Le pourcentage de globules rouges dans le sang chute chez les animaux infestés. On considère qu’un animal en bonne santé à un hématocrite supérieur à 28%, alors qu’un animal atteint a une valeur en dessous de 18%. L’immunologie est une science qui permet d’estimer la résistance de l’hôte. Le paramètre qui marque la réaction de l’hôte vis-à-vis de l’infestation parasitaire est l’éosinophilie. Plus l’animal est résistant, plus il a la capacité de solliciter son système immunitaire, sous réserve d’une bonne alimentation.
Les éosinophiles sont les principaux leucocytes des défenses immunitaires à interagir lors d’une infestation parasitaire.
B/ PARTIE EXPERIMENTALE
Durant 4 semaines, j’ai suivi le déroulement d’un protocole expérimental sur l’Evaluation de la résistance aux strongles des chèvres Créole dans le cadre de la gestion intégrée du parasitisme. Le protocole comporte deux types d’activités, « le terrain » et « le laboratoire ».
Dès mon arrivée, le 11 janvier, nous avons mis en place un calendrier me permettant de suivre l’ensemble d’un protocole. Ainsi, pendant une semaine, j’assurais l’alimentation des animaux ainsi que les prélèvements (fèces) et les mesures (pesée des animaux) au Domaine de Gardel.
Les 3 autres semaines, je me suis rendu au laboratoire de l’URZ pour effectuer les analyses
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des échantillons prélevés et contribuer aux activités du laboratoire de parasitologie. Ces deux types d’activités m’ont permis de mieux appréhender les limites et difficultés auxquelles on peut être confronté, lors d’une expérimentation portant sur des animaux tant au niveau de l’élevage que du laboratoire.
MATERIELS ET METHODES
Animaux expérimentaux
L’expérimentation portait sur une cohorte de 126 chevrettes de 11 mois en moyenne.
1) Coproculture et récolte des larves infestantes des Strongles Gastro- Intestinaux (SGI)
En Parasitologie, c’est une technique permettant le développement des œufs de SGI présents dans les fèces d’animaux parasités, en vue de leur identification au stade L3 (niveau du genre) et de leur comptage (détermination du rapport quantitatif entre les genres), ou pour permettre d’infester expérimentalement des animaux.
Principe de la méthode :
A température ambiante, les œufs des SGI se développent en larves infestantes L3 en 7-10 jours, dans les fèces, si l’humidité et l’aération ne sont pas limitantes. Les L3 sont très mobiles et déplacent dans le film d’eau à la surface des objets humides, de façon à se disperser autour des fèces puis à se positionner sur l’herbe en attendant d’être ingérée par un herbivore hôte potentiel.
Matériels :
- Boite de Pétri
- Appareil de Baermann : passoire plastique + entonnoir + tube Falcon + support - Papier filtre ou essuie-tout
- Etiquettes autocollantes - Trompe à eau
21 Contraintes de la méthode :
Mettre les fèces en culture le jour du prélèvement, sans les stocker au froid, aérer et humidifier si nécessaire chaque jour, extraire les larves en Baermann 7 à 10 jours après mise en culture, ne pas exposer au Soleil.
Mode opératoire:
Préparer l’appareil de Baermann (identification du tube conique, ajustement à l’entonnoir, Image 7).Garnir la passoire d’une feuille de papier essuie-main (une seule épaisseur de papier). Placer l’appareil sur son support, placer les fèces dans la passoire, couvrir d’eau.
Laisser reposer une nuit. Les L3 ont sédimenté au fond du tube conique et retirer la passoire.
Enlever l’eau à la trompe, jusqu’en haut de la partie conique du tube, sans perturber le culot de L3. Détacher le tube de l’entonnoir et le fermer avec un bouchon. Stocker au frais (4 à 6°C) jusqu’à la lecture.
2) Coproscopie (Technique de McMaster,selon Raynaud, 1970 modifiée par Aumont et al.1997)
Le nombre d’œufs par gramme de matières fécales (ou OPG) est obtenu grâce à la technique de coproscopie. Cette mesure permet de suivre l’excrétion d’œufs pendant la période de ponte, qui dans le cas du nématode H.contortus, débute généralement entre 17 et 21 jours après l’infestation
Figure 7 : Schéma de l’appareil de Baermann pour extraction des L3
22 Principe de la méthode :
Cette méthode suit le principe de la technique de flottation selon laquelle les fèces sont diluées dans un liquide dense de telle sorte que sous l’action de la pesanteur ou d’une centrifugation les éléments parasitaires montent à la surface du liquide où l’on peut les recueillir. Pour récupérer les œufs de parasites, deux procédés peuvent être employés selon la rapidité souhaitée pour traiter les fèces : les fèces sont délités par agitation mécanique ou les fèces sont broyées.
Matériels :
- Tubes Falcon conique de 50 mL - Balance analytique (précision 0,01g) - Réfrigérateur
- Béchers
- Barreaux magnétiques - Agitateurs magnétiques - Lames de McMaster
- Centrifugeuse Thermo Scientific Sorvall ST 40R Contraintes de la méthode :
Conservation des échantillons dans de l’eau à 4°C si l’examen ne s’effectue pas immédiatement afin d’éviter le développement des œufs en larves.
Mode opératoire :
Prélever les fèces au rectum en utilisant ou non un laxatif (Microlax) pour stimuler le réflexe de défécation et les déposer dans des tubes Falcon identifiés (numéro de l’animal, date, …). A leur réception, ranger les tubes Falcon 50 mL selon l’ordre de la fiche de saisie et numéroter le bouchon de chaque tube par séries. Si nécessaire, laver les échantillons de fèces pour en éliminer le laxatif. Puis poursuivre par le traitement des fèces soit par « Agitation » soit
« Broyage ».
Par Agitation : peser environ 5g de fèces par échantillon sur la balance et récupérer l’excédent de fèces pour coproculture ultérieure. Après avoir pesé tous les échantillons,
- Pipette en verre - Microscope
- Compteur mécanique - Agitateur alternatif « Ping Pong »
- Agitateur « Vortex » - Tamis
- Broyeur de type broyeur à café
- Boîte de Pétri
Image 8 : Lames de McMaster contenant le surnageant
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ajouter 30 mL d’eau dans chaque tube Falcon, refermer les tubes puis agiter à l’aide de l’agitateur alternatif « Ping Pong » (Annexe) pour homogénéité.
Par Broyage : mettre la totalité des fèces du tube Falcon de l’échantillon dans le broyeur et broyer quelques secondes. Puis peser environ 5g de fèces par échantillon sur la balance.
Nettoyer soigneusement le broyeur entre chaque échantillon. Après avoir pesé tous les échantillons, ajouter 30 ml d’eau potable dans chaque tube Falcon et refermer les tubes puis agiter au vortex pour homogénéité.
On centrifuge les échantillons à 2800 tours/min pendant 15 minutes à 4°C en équilibrant la charge des 4 portoirs dans la centrifugeuse ; éliminer le surnageant (eau) puis ajouter 35 ml de NaCl qui vont faire flotter les œufs. Après passage au vortex, on centrifuge au même programme. Le surnageant cette fois-ci récupéré est tamisé puis mis dans des béchers numérotés dans lesquels ont été mis au préalable des barreaux aimantés et placé sur l’agitateur magnétique un par un. Après homogénéité du surnageant, on prélève à l’aide d’une pipette (on rince pour chaque échantillon), et on les monte sur les lames de McMaster (Image 8). On fait la lecture au microscope (grossissement 10X4 ou 10X10) puis on compte les œufs de H.contortus (SGI) dans les deux cellules.
Si le comptage a été réalisé dans la cellule entière, on aura un volume de 1 ml, si le comptage a été fait dans le réseau on aura un volume de 0,3 ml (Image 9). La formule pour calculer le nombre d’OPG est :
Avec n : nombre d’œufs lus ; v=1 volume (ml) ; 35 : volume NaCl (ml) ; P= poids des fèces (g)
3) Mesure de l’hématocrite
(Technique de Micro-hématocrite)
Haemonchus contortus est un parasite hématophage qui provoque une anémie plus ou moins importante chez son hôte. On appelle « hématocrite » ou PCV (Packed Cell Volume) le pourcentage que représente le volume d’hématies par rapport au volume total de sang. Cette
OPG =
Image 9 : Schéma Lames de McMaster
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technique permet d’inférer si l’animal est ou non anémié. Le taux d’hématocrite normal est de 19,5-38,5% avec une moyenne de 28,5% chez les caprins et de 24-50% avec une moyenne de 38% chez les ovins.
Principe de la méthode :
Il s’agit d’effectuer le rapport entre la partie solide et la partie liquide du sang après centrifugation de l’échantillon de sang, c’est à dire connaître la fraction que représentent les éléments cellulaires (globules rouges et blancs, plaquettes) d’une part et le plasma d’autre part dans le volume total de sang. Avec l'automate MS5-9 nous a permis de vérifier les résultats fait manuellement (Annexe).
Matériels :
- Tubes sous vide Vacutainers contenant de l’EDTA - Pâte à sceller
- Aiguilles et guides pour les Vacutainers - Centrifugeuse avec rotor adapté - Micro tubes ou capillaires (75 mm) - Grille de lecture hématocrite - Automate MS5-9
Contraintes de la méthode :
La mesure de l’hématocrite doit s’effectuer dans un bref délai ; 3h si l’on utilise le K3EDTA et 6h dans le cas de K2EDTA. Mettre les échantillons dans une glacière.
Mode opératoire :
A l'élevage : Prélever le sang de l’une des jugulaires de l’animal à l’aide des Vacutainers.
Identifier chaque échantillon (numéro de l’animal, date…). Veiller à remplir correctement le Vacutainer (l'EDTA en excès provoque des déformations des érythrocytes, pouvant fausser la mesure).Veiller à bien homogénéiser les échantillons immédiatement après la prise de sang afin d’éviter la coagulation.
Au laboratoire : A la réception, placer les échantillons dans le même ordre que la liste de saisie des résultats. Cocher les cases correspondant aux échantillons manquants par rapport à la liste de saisie établie afin d’éviter les erreurs d'attribution des résultats. Homogénéiser l’échantillon de sang à l’aide du Vortex. Remplir les micro-tubes de sang par capillarité jusqu’au repère. Essuyer la partie externe des micros tubes pour éliminer les excédents de
Image 10 : Centrifugation des capillaires sanguins
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sang et éviter de salir la pâte à sceller. Placer tous les micros tubes à analyser dans le rotor de la centrifugeuse en plaçant chaque micro tube avec l'extrémité scellée vers l'extérieur, appuyée en butée contre le joint du rotor. Veiller à les ranger dans l’ordre. Centrifuger les tubes capillaires à 12 000 tours/minute durant 5 minutes (Image 10). Réaliser la lecture à l’aide de la carte hématocrite (Image 11) en déplaçant le micro tube le long de la grille comme indiqué sur la figure ci-dessous jusqu’à faire coïncider le ménisque du micro tube avec la ligne des 100% et la base de la colonne de sang avec la ligne 0. Lire la valeur correspondant à l'interphase culot d'hématies-plasma.
4) Comptage des leucocytes éosinophiles circulants chez les ruminants
Lors d’une infestation par les strongles, le nombre de leucocytes éosinophiles circulants augmente chez les ruminants, traduisant la réaction immunitaire de l’hôte. Avec l'automate MS5-9 nous a permis de vérifier les résultats fait manuellement (Annexe).
Principe de la méthode :
Les leucocytes éosinophiles fixent la coloration à l’éosine et sont ainsi identifiables parmi tous les globules blancs présents dans le sang total.
Matériels nécessaires - Vortex
- Compteur mécanique - Tubes cristal 5ml - Pipette P200 - Automate MS5-9
ménisque
Lecture
base de la colonne pâte à sceller
plasma
cellules sanguines capillaire
ménisque
Lecture
base de la colonne pâte à sceller
ménisque
Lecture ménisque
Lecture
base de la colonne base de la colonne pâte à sceller
plasma
cellules sanguines capillaire
- Pipette M50 - Pipetman - Microscope -Lame de Malassez
- Réfrigérate ur
Image 11 : Grille de lecture hématocrite
Image 12 : Schéma et photo de lame de Malassez
26 Contraintes de la méthode :
Le sang est prélevé sur tube EDTA, homogénéisé et conservé au froid + 4°C, 5 jours maximum. Au-delà, les éosinophiles s’agrègent et ne sont plus comptables. La solution de Carpentier est conservée à + 4°C 8 jours maximum.
Mode opératoire :
Préparer la solution de coloration (solution de Carpentier): 1ml d'éosine aqueuse à 20g/l, 1,5ml de formaldéhyde 40% saturé en CaCo3, eau distillée qsp 50ml. Distribuer 500µl de solution de Carpentier à l’aide du Pipetman dans une série de 6 tubes de cristal. Agiter le tube EDTA sur Vortex. Prélever 50µl de sang (essuyer l'embout de la pipette pour éviter un excès de sang) avec la M50. Homogénéiser au vortex. Monter l’échantillon sur une des cellules de la lame de Malassez (Image 12) à l’aide de la P200 et déposer une lamelle 22 x 32. Laisser en attente 5 min afin que les éosinophiles fixent la coloration. Lire la totalité du réseau sous microscope, au grossissement 10x20 (Image 13). Parcourir la plus grande aire fermée, comprise entre les lignes du réseau.
Calculs et interprétation des résultats :
Le réseau correspond à un volume 1mm3. La dilution employée ici est une dilution au 1/11ème. Pour obtenir le nombre d'éosinophiles par µl, on pose: N = n x 11 avec n le nombre d'éosinophiles comptés. Le résultat est classiquement exprimé en nombre d'éosinophiles par ml de sang, il faut donc multiplier N par 103.
Image 13 : Éosinophiles observés au microscope
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RESULTATS & DISCUSSION
Afin de caractériser la résistance des chevrettes de la cohorte, nous utiliserons un paramètre parasitologique (OPG), un paramètre immunologique (Eosinophiles), des paramètres physiopathologiques (PCV, VGM, HgB, nbGR) (Tableau 1).
Les chevrettes ont été infestées à hauteur de 663+/-1245 œufs/g en moyenne avec un minimum égal à 0 et un maximum égal à 8901. Donc ces caprins ont été infestés de façon significative avec une grande variabilité, sans atteindre en moyenne le seuil pathologique des 1000 œufs/g.
Pour la mesure du nombre d'éosinophiles (nbEos), la moyenne est égale à 2,66 ±1,76 milliers/mm3 de sang, même ordre de grandeur que les valeurs de référence (0.05-0.65 et 0.10- 1.10) selon (KAZDAGHLI, 2011). Le minimum est égal à 0.57 milliers/mm3 de sang et le maximum est égal à 10,59 milliers/mm3de sang ce qui plus élevé que la normale selon (KAZDAGHLI, 2011). Sachant que le nombre d’éosinophiles circulants dans le sang augmente chez les caprins infestés (traduisant une réaction immunitaire due à une infestation parasitaire de l'hôte), on en déduit que peu d’animaux ont développé cette réaction immunitaire.
Pour la mesure d’anémie (PCV), la moyenne est égale à 31,83% +/- 2,85. Le minimum est égal à 26% et le maximum est égal à 38%. Malgré une infestation significative, les caprins n’ont pas donné de signe d’anémie (leur hématocrite est celle d’animaux en bonne santé ou relativement bonne santé pour les plus faibles, KAZDAGHLI, 2011) qui aurait pu être provoquée
Simple Statistics
Variable N Unité Mean Std Dev Minimum Maximum
OPG 121 Œufs/g 663 1245 0 8901
PCV 126 milliers/mm3 31,82 2,83 26,20 38,70
nbEos 124 % 2,66 1,76 0,57 10,59
VGM 126 femtolitres (fL) 27,75 1,07 26,20 30,90
nbGR 126 milliers/mm3 11,45 0,74 9,90 12,90
Hgb 126 g/dL 10,93 0,85 9,40 13,10
Tableau 1 : Statistiques élémentaires sur les variables sanguines et d’excrétion d’œufs
