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Etude de l’évolution de la composition de la matière
organique au cours de la biodégradation aérobie des
déchets
L. Gratteau
To cite this version:
L. Gratteau. Etude de l’évolution de la composition de la matière organique au cours de la biodégra-dation aérobie des déchets. Sciences de l’environnement. 2013. �hal-02602465�
Table des matières
LISTE DES FIGURES ... LISTE DES TABLEAUX ... LISTE DES GRAPHIQUES ...
INTRODUCTION ... 1
Chapitre I: PRESENTATION DE L’INSTITUT... 2
1) IRSTEA ... 2
2) Chiffres ... 2
3) Partenariats ... 2
4) IRSTEA de Rennes ... 2
Chapitre II: BIBLIOGRAPHIE ... 4
1) Compostage ... 4
a) Définition ... 4
b) Activité des micro-organismes ... 4
c) Les phases de la biodégradation ... 4
2) Déchets compostables ... 5
a) Déchets frais ... 5
b) Digestats ... 6
3) Paramètres biologiques, chimiques et physiques du compostage ... 6
a) Biomasse... 6 b) Carbone et azote ... 7 c) Humidité ... 7 d) Oxygène ... 7 e) Températures ... 7 4) Intérêt du compostage ... 8 5) Modélisation de la biodégradation ... 8 a) Principe ... 8
b) Modèle modifié de Trémier (d’après Esteve, 2008) ... 9
Chapitre III : MATERIELS ET METHODES ... 10
2) Analyse respirométrique ... 10
3) Préparation des échantillons bruts ... 11
4) Extraction aqueuse ... 12
5) Protocole d’analyses physico-chimiques ... 13
6) Analyses physico-chimiques ... 14
a) Matière sèche ... 14
b) Matière organique ... 14
c) Azote total Kjeldahl ... 14
d) Analyses du carbone et de l’azote élémentaire ... 14
e) Fibres ... 14
f) Analyse chromatographique des macromolécules ... 15
Chapitre IV : RESULTATS ET DISCUSSION ... 16
1) Reproductibilité et validation des mesures respirométriques ... 16
a) Courbes de production en CO2 ... 16
b) Points clés des cinétiques de production du CO2 au cours de la biodégradation ... 17
2) Interprétation de la cinétique de consommation d’O2 ... 18
a) Caractérisation des substrats selon leur consommation en O2 ... 18
b) Rapprochement de l’activité biologique des profils respirométriques avec les hypothèses de modélisation ... 19
c) Sélection des points d’analyse de matière ... 20
3) Evolution des paramètres physico-chimiques des substrats au cours de la biodégradation ... 21
a) Evolution de la MO ... 21
b) Evolution de la part de carbone au cours de la biodégradation sur échantillon de matière brute, non soluble et soluble à l’eau. ... 22
c) Evolution de la part d’azote au cours de la biodégradation sur échantillon de matière brute, non soluble et soluble à l’eau ... 23
4) Evolution des paramètres biochimiques de la matière non soluble dans l’eau ... 25
a) Evaluation de la composition macromoléculaire de la matière organique non soluble... 25
5) Evolutions biochimiques de la matière soluble dans l’eau ... 34
a) Approche qualitative des chromatogrammes ... 34
b) Approche quantitative des chromatogrammes ... 38
6) Mise en relation des résultats entre compartiments de matière organique ... 42
a) Comparaison du comportement de la matière organique du Nsol, parallèlement aux remaniements des pools de molécules de l’extrait aqueux ... 42
b) Comparaison du comportement de la matière organique de l’extrait aqueux, parallèlement aux remaniements des fractions de fibres ... 43
c) Premier rapprochement des comportements de la matière organique des pools de l’extrait aqueux, parallèlement aux remaniements des fractions de fibres ... 45
CONCLUSION ET PERSPECTIVES ... 46
OUVRAGES BIBLIOGRAPHIQUES ... 49
ANNEXE 1 : Superposition des courbes de relevés du gaz carbonique des différents temps de prélèvement par substrats ... 51
ANNEXE 2: Mesure CT/NT sur échantillons bruts ... 53
ANNEXE 3: Valeurs CT/NT sur échantillon de Nsol... 54
ANNEXE 4: Valeurs CT/NT sur sachets Van Soest ... 55
ANNEXE 5: Méthode d’analyse par fractionnement biochimique de la matière organique ... 56
ANNEXE 6: Dosage de macromolécules par chromatographie en phase liquide sur gel d’exclusion stérique ... 57
1 LISTE DES FIGURES
Figure 1 Représentation de la disponibilité des matières organiques durant le processus de
biodégradation aérobie (Said-pullicino et al., 2007) ... 4
Figure 2 Représentation schématique des différentes étapes du compostage (Mustin, 1987) ... 5
Figure 3 Schéma du modèle biologique Trémier modifié (d’après Estève, 2008) et l’illustration de son évolution (d’après Dénès, 2013)... 9
Figure 4 Schéma du système respirométrique ... 11
Figure 5 Protocole adapté d’extraction aqueuse ... 12
Figure 6 Protocole récapitulatif des manipulations et analyses physico-chimiques ... 13
Figure 7 Chromatogrammes des échantillons Nsol T0 de fumier, digestat fumier, biodéchet et digestat biodéchet détectés en UV ... 25
Figure 8 Chromatogrammes des échantillons T0 de fumier, digestat fumier, biodéchet et digestat biodéchet détectés en DEDL ... 26
Figure 9 Superposition des chromatogrammes du fumier en détection DEDL ... 34
Figure 10 Superposition des chromatogrammes du fumier en détection UV ... 34
Figure 11 Superposition des chromatogrammes du digestat fumier en détection DEDL ... 35
Figure 12 Superposition des chromatogrammes du digestat fumier en détection UV ... 35
Figure 13 Superposition des chromatogrammes du biodéchet en détection DEDL ... 36
Figure 14 Superposition des chromatogrammes du biodéchet en détection UV ... 36
Figure 15 Superposition des chromatogrammes du digestat biodéchet en détection DEDL... 37
Figure 16 Superposition des chromatogrammes du digestat biodéchet en détection UV ... 37
LISTE DES TABLEAUX Tableau 1 Valeurs des points clés de la production de CO2 des substrats ... 17
Tableau 2 Valeurs des points clés de la consommation d’O2 du fumier et digestat fumier ... 18
Tableau 3 Valeurs des points clés de la consommation d’O2 du fumier et digestat fumier ... 19
Tableau 4 Schéma de prélèvement des cellules respirométriques des substrats ... 20
2 LISTE DES GRAPHIQUES
Graphique 1 Superposition des courbes de production du CO2 des cellules respirométriques complètes C5 et C6 du fumier ainsi que C3 et C4 du digestat de fumier ... 16 Graphique 2 Superposition des courbes de production du CO2 des cellules respirométriques complètes C3 et C4 du biodéchet ainsi que C3 et C4 du digestat de biodéchet ... 16 Graphique 3 Evolution de la consommation d’oxygène du fumier et du digestat fumier en
biodégradation ... 18 Graphique 4 Evolution de la consommation d’oxygène du biodéchet et du digestat biodéchet en biodégradation ... 19 Graphique 5 Comparaison de la composition en Carbone à la consommation d’oxygène, au cours de la biodégradation du fumier, digestat fumier et biodéchet ... 22 Graphique 6 Comparaison de la composition en azote à la consommation d’oxygène, au cours de la biodégradation du fumier, digestat fumier et biodéchet ... 24 Graphique 7 Comparaison de l’évolution des fractions SOLNDF, HEM, CEL et LIC en % de la MO de Nsol initiale avec la consommation d’oxygène au cours de la biodégradation du fumier ... 27 Graphique 8 Comparaison de l’évolution des fractions SOLNDF, HEM, CEL et LIC en % de la MO de Nsol initiale avec la consommation d’oxygène au cours de la biodégradation du digestat fumier ... 27 Graphique 9 Comparaison de l’évolution des fractions SOLNDF, HEM, CEL et LIC en % de la MO de Nsol initiale avec la consommation d’oxygène au cours de la biodégradation du biodéchet ... 28 Graphique 10 Comparaison de l’évolution des fractions SOLNDF, HEM, CEL et LIC en % de la MO de Nsol initiale, avec la consommation d’oxygène au cours de la biodégradation du digestat biodéchet . 29 Graphique 11 Comparaison de l’évolution des fractions de SOLNDF, HEM, CEL et LIC en g de
carbone de la MOi de brut et de la fraction d’extrait aqueux en g de carbone de la MOi de brut, avec la consommation d’oxygène au cours de la biodégradation du fumier, digestat fumier et biodéchet ... 31 Graphique 12 Evaluation de la part de carbone constitutive de la MO du fumier, digestat fumier, biodéchet et digestat biodéchet ... 33 Graphique 13 Représentation des aires de détection des chromatogrammes en pourcentage de 2 pools de macromolécules, en pourcentage, des substrats de fumier, digestat fumier, biodéchet et digestat biodéchet ... 39 Graphique 14 Représentation des aires de détection des chromatogrammes en pourcentage de 2 pools de macromolécules, des substrats de fumier, digestat fumier. ... 40 Graphique 15 Evaluation massique de la composition carbone du fumier et du digestat fumier à partir des détections DEDL des macromolécules de l’extrait aqueux du biodéchet ... 41 Graphique 16 Comparaison de l’évolution des fractions de SOLNDF, HEM, CEL et LIC en g de
carbone de la MOi de brut et de la fraction d’extrait aqueux en g de carbone de la MOi de brut, avec la consommation d’oxygène au cours de la biodégradation du fumier ... 43 Graphique 17 Comparaison de l’évolution des fractions de SOLNDF, HEM, CEL et LIC en g de
carbone de la MOi de brut et de la fraction d’extrait aqueux en g de carbone de la MOi de brut, avec la consommation d’oxygène au cours de la biodégradation du digestat fumier ... 44 Graphique 18 Comparaison de l’évolution des fractions de SOLNDF, HEM, CEL et LIC en g de
carbone de la MOi de brut et de la fraction d’extrait aqueux en g de carbone de la MOi de brut, avec la consommation d’oxygène au cours de la biodégradation du biodéchet ... 44 Graphique 19 comparaison des comportements des pools de molécules de l’extrait aqueux et des fractions de fibre du Nsol ... 45
1 INTRODUCTION
La société de consommation actuelle est à l’origine d’une production grandissante de déchets. Les solutions apportées pour leur traitement restent incomplètes. Quelle démarche durable et efficace doit-on adopter face à ce surplus? Il est nécessaire de remettre en cause notre vision de la gestion des déchets pour la considérer comme une activité à part entière pouvant permettre l’économie et/ou le renouvellement d’énergie. La diversité des déchets induit des possibilités variables quant aux solutions envisageables.
C’est dans cet état d’esprit que l’institut IRSTEA de Rennes conduit ses recherches. Centrés sur l’environnement et l’agriculture, les chercheurs mettent en œuvre des expérimentations qui pourraient déboucher sur de nouvelles solutions techniques permettant d’optimiser la gestion des déchets ou de développer de nouvelles filières énergétiques.
Le compostage est l’un des moyens développés pour la valorisation des déchets. Depuis plusieurs années, IRSTEA a mis en œuvre des recherches pour permettre de modéliser la biodégradation d’un substrat. Dans la continuité de cette étude, mon stage s’intéresse à « l’étude de l’évolution de la composition de la matière organique au cours de la biodégradation aérobie de déchets», à des fins d’optimisation du recyclage des matières organiques (projet ETYC).
Le processus de biodégradation étant propre à la nature du substrat utilisé, nous cherchons à analyser les profils de compostage de différentes catégories de déchets. Les analyses se basent sur une méthode respirométrique permettant d’apprécier le stade de dégradation de la matière par la quantification de la consommation gazeuse (O2, CO2), reflet
de l’activité microbiologique. Cet outil pourrait par la suite permettre d’émettre des prévisions sur le potentiel de réutilisation des déchets, notamment sous forme d’amendement agricole pour améliorer la qualité des sols.
Durant ces six mois, j’ai donc eu à charge la réalisation d’une partie des mesures respirométriques, des analyses de laboratoire et du traitement des données de 4 substrats.
A travers ces expérimentations, nous avons cherché à lier les cinétiques de respiration aux évolutions des paramètres biochimiques au cours de la biodégradation de la matière organique. Trois objectifs principaux ont été fixés :
*Analyser les paramètres globaux de la matière organique au cours de la biodégradation (MO, MS, DCO, CT/NT, NTK).
*Caractériser l’évolution de la composition biochimique de la matière organique au cours de la biodégradation (Analyse des fibres, détection de pools de macromolécules).
*Optimiser la modélisation des processus de biodégradation aérobie de la MO, en vue de mieux simuler et prédire le procédé de compostage.
Ce dossier présentera succinctement l'institut et le service dans lequel j’ai été accueillie. A la suite sera exposé un état de l’art concernant le compostage, ses étapes et les observations acquises au cours des précédentes recherches ceci dans le but de mieux situer le sujet.
Enfin, dans une troisième partie seront décrites les observations et discussions interprétées des résultats obtenus au cours du stage.
2 Chapitre I: PRESENTATION DE L’INSTITUT
1) IRSTEA
IRSTEA ou Institut National de Recherche en Sciences et Technologies pour l’Environnement et l’Agriculture est un organisme public de recherche s’intéressant aux enjeux sociétaux et au changement global.
Créé en 1981 sous le nom « Cemagref », l’institut a été renommé fin 2011 pour mieux définir ses missions. Ses voies distinctes d’étude sont la gestion durable des eaux et des territoires, les risques naturels et la qualité environnementale. Tourné vers l’action, il cherche à développer des outils pour répondre à des questions concrètes de société dans les domaines de la gestion des ressources, de l’aménagement et de l’utilisation de l’espace.
2) Chiffres
IRSTEA emploie près de 1600 personnes, statutaires et contractuelles, réparties sur 9 sites en France, à savoir : Aix en Provence, Rennes, Bordeaux, Clermont-Ferrand, Grenoble, Lyon, Montpellier, Nogent-sur-Vernisson et Antony où se situe la direction générale. Son budget s’élève à plus de 110 M d’euros par an.
Il accueille plus de 200 doctorants, 40 post-doctorants et chercheurs étrangers ainsi qu’environ 250 stagiaires de niveau masters, chaque année.
3) Partenariats
L’institut est un acteur majeur de la recherche dans son domaine. Il est placé sous la tutelle des ministères chargés de la recherche et de l’agriculture.
IRSTEA conduit ses recherches en appui aux politiques publiques et en partenariat avec les industriels. Ainsi il collabore avec de grands groupes tels que EDF, VEOLIA et GDF, ou encore Suez Environnement mais aussi avec des organismes de recherche (Cirad, CNRS, INRA…) et des universités.
Au niveau national, l’Institut fait partie des Etablissements Publics à Caractère Scientifique et Technologiques (EPST) regroupant les 7 autres instituts de recherche que sont le CNRS, l’INRA, l’INSERM, l’INED, l’IRD, l’IFSTTAR et l’INRIA.
IRSTEA est également membre fondateur de l’Alliance nationale de recherche pour l’Environnement (AllEnvi).
A l’international, IRSTEA est membre du réseau européen sur les eaux continentales. Egalement membre du réseau PEER, IRSTEA conduit une politique internationale tournée vers la gestion de l’eau utilisée en agriculture dans le bassin méditerranéen et la gestion de la ressource en eau en Amérique du Nord. Il a de même établi des partenariats avec l’Australie et la Nouvelle-Zélande et poursuit son ouverture en direction des pays émergents (Brésil, Afrique du Sud).
4) IRSTEA de Rennes
Le site IRSTEA de Rennes est implanté à Beauregard où il regroupe une soixantaine d’agents permanents dont environ 30 ingénieurs et chercheurs.
De plus, il accueille en permanence une vingtaine de doctorants, post-doctorants et ingénieurs-chercheurs étrangers ainsi qu’une vingtaine de stagiaires de l’enseignement supérieur par an.
Ses locaux d’une superficie de 4 800 m² abritent des bureaux, des halls permettant des expérimentations sur des pilotes ainsi que plusieurs laboratoires pour les analyses.
L’institut de Rennes est constitué de deux Unités de Recherche qui proposent des outils et des méthodes innovantes adaptées à leurs sujets d’étude. L’unité TERE (technologie
3 des équipements agroalimentaires) qui dépend du département Ecotechnologies s’intéresse au développement des équipements et des méthodes pour le diagnostic, la maîtrise et le contrôle de la qualité alimentaire. L’unité GERE (gestion environnementale et traitement biologique des déchets) conçoit et développe des procédés de traitement biologique des déchets municipaux, agricoles (effluents d’élevage) et agro-industriels (boues) dans le but d’optimiser leur gestion.
C’est dans cette dernière unité, au sein de l’équipe SAFIR (Stratégie d'Amélioration des Filières et de Réduction des Impacts) que j’ai pu effectuer un stage, sous la responsabilité de Anne TREMIER, ingénieur de recherche. Ce groupe étudie les impacts environnementaux et sanitaires de la gestion des effluents et déchets organiques ainsi que les aspects organisationnels et techniques des filières.
Plus précisément, mon stage s’est inscrit dans le cadre du projet ETYC qui vise à réaliser une évaluation environnementale des filières de compostage et de méthanisation pour optimiser le recyclage des matières organiques en agriculture.
4 Chapitre II: BIBLIOGRAPHIE
1) Compostage a) Définition
Selon les études, il est possible d’émettre des définitions du compostage quelque peu différentes. Dans notre cas on considèrera « un processus de décomposition et de transformation des matières organiques biodégradables, d’origine végétale ou animale, sous l’action de micro-organismes évoluant en milieu aérobie». Ces transformations s’accompagnent de modifications physico-chimiques et microbiologiques, tout au long du processus et aboutissent à une matière organique humifiée et stabilisée, réutilisable sous forme d’amendement agricole.
b) Activité des micro-organismes
La matière organique est composée de 3 catégories de molécules regroupées selon leur facilité à être hydrolysées (Epstein, 1997). On retrouvera donc des molécules rapidement biodégradables (hydrates de carbone, sucres simples, acides aminés, acides aliphatiques, urée, protéines et composés lipidiques), des molécules plus lentement dégradables (la cellulose et l’hémicellulose) et des molécules résistantes à la biodégradation (la lignine et la matière humifiée).
La matière en compostage est considérée comme un milieu triphasique (Mustin, 1987 ; Epstein, 1997) : air, eau et matière organique solide qui permet l’activité microbiologique. Ceux-ci agissent en consommant la matière organique directement accessible (solubilisée) ou produisent des enzymes qui dégradent et dissolvent la matière organique solide (Figure 1).
Figure 1 Représentation de la disponibilité des matières organiques durant le processus de biodégradation aérobie (Said-pullicino et al., 2007)
c) Les phases de la biodégradation
Le processus de compostage se réalise en 2 phases majeures :
La première phase est la phase dite de fermentation (Mustin, 1987), elle représente une dégradation rapide de la matière organique fraiche et facilement biodégradable (sucres, protéines, acides gras...). Les micro-organismes oxydent la matière et prolifèrent dans le milieu. Cette phase dite « active » est elle-même découpée en 2 sous-étapes, distinguables grâce aux variations de température directement liées à l’activité des populations microbiennes.
La phase mésophile, est la première sous-étape, pendant laquelle des micro-organismes (bactéries, champignons, moisissures), justement mésophiles, entament le processus de fermentation de la matière biodégradable et se développent. Leur activité
Micro-oganismes
5 entraîne une augmentation de la température (de 10 à 30 °C environ), une consommation d’O2
et un dégagement de CO2.
Dans la continuation vient une étape dite thermophile, avec une élévation des températures encore plus importante (60 à 70°C). Au cours de cette période, il y a sélection des organismes résistants à la chaleur (arrêt de l’activité des champignons et développement des actinomycètes et des bactéries thermophiles).
La seconde phase, dite de maturation, permet la formation de matières organiques «humifiées» (macromolécules), c’est-à-dire qui ont des propriétés proches de celles de l’humus (rétention d’eau et de nutriments, texture aérée). Elle a lieu sous l’action de micro organismes et de macro faune. Cette phase dure plus longtemps que la fermentation et s’accompagne d’une diminution de la température (20-30°C). La matière obtenue est considérée comme stable.
A chacune de ces phases correspondent des populations de micro-organismes qui leur sont propres. Dans la pratique, la succession des étapes, les températures atteintes et leur vitesse peuvent varier selon la composition des substrats et leur environnement de dégradation. Un relevé régulier des variables est préférable pour suivre les phases du compostage.
Figure 2 Représentation schématique des différentes étapes du compostage (Mustin, 1987) 2) Déchets compostables
a) Déchets frais
Par définition les déchets sont des restes ou matériaux rejetés, impropres à la consommation, n’ayant pas de valeur immédiate ou laissés comme résidus d’un processus ou d’une opération. Le compostage implique l’utilisation de déchets organiques, mais tout déchet organique n’est pas nécessairement compostable car trop long à se dégrader (ex : plastique). La réutilisation en tant qu’amendement agricole induit l’emploi de matières non polluées ou toxiques.
Selon leur nature, les déchets sont triés et regroupés en catégories. Parmi ceux-ci on pourra composter principalement:
6 • les déchets verts qui correspondent à des déchets forestiers et des déchets
d’entretien d’espaces verts,
• les déchets agricoles, effluents d’élevage et résidus de culture,
• les ordures ménagères, et plus particulièrement les biodéchets qui correspondent à la fraction organique putrescible des ordures ménagères,
• les boues de station d’épuration représentant la phase éliminée après épuration des eaux usées,
• les déchets industriels provenant majoritairement d’industries agroalimentaires et papetières.
b) Digestats
Il est également possible de composter les digestats de ces mêmes catégories de déchets dans la mesure où une part fermentescible reste présente. On appelle digestat, le résidu non digéré obtenu de la méthanisation d’un déchet. La méthanisation est un procédé de dégradation anaérobie de la matière organique qui, par réactions biochimiques successives (hydrolyse de polymères, acidogenèse et acétogenèse), mène à l’élaboration de méthane par des bactéries méthanogènes.
La proportion de biogaz (principalement CH4 et CO2) obtenu dépend de la quantité et
de la composition du déchet initial. L’intérêt de la méthanisation est de permettre la valorisation de la matière sur deux niveaux. Tout d’abord, une production de biogaz est utilisable en tant que source d’énergie. Puis l’obtention d’un digestat comportant une certaine fraction organique qui est non oxydée et transformable en tant qu’amendement avec ou sans compostage complet. La pré-digestion du substrat organique ne modifie pas les principes du compostage à appliquer.
3) Paramètres biologiques, chimiques et physiques du compostage a) Biomasse
Comme on a pu le voir dans les étapes du compostage (Figure 2), les micro-organismes sont les acteurs majeurs de la décomposition de la matière organique. Ceux-ci sont naturellement diversifiés et présents dans les déchets. Selon la matière disponible et les conditions ambiantes (température, nutriments) le développement de certaines espèces prévaut. Lors de la consommation de la matière organique, les micro-organismes dégagent de la chaleur et de l’humidité qui modifient le milieu, mais aussi des enzymes qui leur permettent la lyse des molécules de déchets. Lorsque la quantité de nutriments nécessaires s’amenuise, les micro-organismes meurent.
Les espèces prédominantes de la biomasse d’un compost sont les bactéries, les champignon. Les bactéries restent dominantes en diversité et quantité. Durant la phase mésophile, on retrouve les bactéries et les champignons. Les bactéries actinomycètes interviennent davantage en phase thermophile et maturation (Mustin, 1987). Les champignons ont la possibilité de consommer les éléments non transformés par les bactéries, ils sont inactifs au-delà d’une température de 55°C. Les actinomycètes s’attaquent aux structures très résistantes (cellulose, lignine).
Les conditions ambiantes conditionnent la biomasse présente. L’étude des micro-organismes en activité est donc un indice de l’état de décomposition de la matière organique disponible et des conditions de compostage (température, humidité).
Insectes et lombrics interviennent surtout lors de la maturation de la matière mais en proportion très faible comparée à l’action des micro-organismes, surtout dans le cas de procédés industriels.
7 b) Carbone et azote
Le carbone et l’azote sont importants pour le compostage dans le sens où ils sont les principaux nutriments des micro-organismes. Le carbone n’est pas limitant en quantité mais il n’est pas forcément sous forme accessible à tous les micro-organismes. La teneur en azote est plus variable selon la nature du déchet.
Ces deux espèces chimiques entrainent une synergie, puisque la cinétique de dégradation est fonction du rapport C/N. Le rapport recommandé est de 30/1 (Mustin, 1987), un plus grand rapport ralentirait la dégradation, alors qu’un plus petit rapport pose des problèmes d’odeurs (formation d’ammoniac). Au fur et à mesure de la biodégradation le rapport diminue. Un bon rapport C/N permet de réduire la masse de la matière organique initiale de 35 à 50%.
c) Humidité
L’humidité est une condition nécessaire à l’activité microbienne. L’eau permet la réalisation des réactions chimiques. En effet, c’est elle qui crée le lien entre la membrane extérieure du micro-organisme et la molécule de déchet. Un manque d’humidité serait traduit par un ralentissement de l’activité bactérienne et un développement de champignons. L’humidité est modifiée tout au long du compostage étant donné que les micro-organismes relarguent de l’eau. A contrario, l’élévation de la température peut provoquer un assèchement. L’humidité doit être suffisament dosée pour ne pas affecter la circulation des gaz. Selon certains auteurs, la teneur optimale en eau se situe entre 40-60% (Haug, 1993 ; Mustin, 1987).
d) Oxygène
Comme précisé dans la définition, le compostage est une transformation aérobie de la matière. L’oxygène est donc indispensable au métabolisme des micro-organismes du compostage. Ceux-ci prélèvent l’oxygène accessible et libèrent des produits de la respiration. S’il est important que l’apport en oxygène soit suffisant, il est également nécessaire que le milieu soit ventilé pour permettre l’échappement du CO2 et éviter l’asphyxie. La porosité, qui
représente le volume d’air sur le volume total du matériau, est optimale autour de 30-40%. D’après l’ITAB (2001e), pour éviter les tassements et les zones anaérobies en bas des tas pour les fumiers, on ne cherchera pas les hauteurs supérieures à 1.5m, ce qui conduit à réaliser des tas allongés de section triangulaire, dont la largeur dépend des retourneurs d’andains utilisés (jusqu’à 4m). Dans le cas d’une mauvaise aération, l’activité de la biomasse sera ralentie et l’élévation de la température en phase thermophile sera moindre.
e) Températures
La température permet de suivre facilement l’état d’avancement du compostage. En effet, elle représente une mesure indirecte de l’intensité de la dégradation microbienne aérobie. L’évolution de la température se décline en trois phase principales (Figure 2): mésophile, thermophile, refroidissement. La biomasse est « responsable » des modifications de température. Mais par rétroaction, cette température conditionne les cinétiques de biodégradation (températures optimales de survie des souches), ce qui modifie la biomasse. On retiendra que les mésophiles, germes les plus présents dans l’environnement, ont une température optimale comprise entre 30 et 45°C. Et que les thermophiles qui sont peu nombreux ont une température optimale de prolifération qui se situe au delà de 45°C, le plus généralement vers 50-60°C et dont la température maximale de croissance peut atteindre les 85°C.
Selon Godden (1986), les valeurs maximales de température atteintes durant la phase thermophile dépendent des conditions de compostage (nature des matières premières, taille
8 des particules, dimensions et conformation du tas, humidité, aération etc.). Globalement l’élévation de température au cours du compostage permet d’augmenter la cinétique de dégradation de la matière organique. Elle permet aussi d’hygiéniser le déchet par élimination des espèces pathogènes.
Comme les autres paramètres, la température doit être gérée dans le sens où des valeurs trop importantes ou trop faibles peuvent arrêter le processus (mort ou diminution de la biomasse, dessèchement du déchet).
4) Intérêt du compostage
Le produit fini, obtenu suite au compostage, présente plusieurs avantages. La consommation et la minéralisation d’une partie de la matière organique entraîne une réduction de volume considérable (50% pour un fumier ou des déchets verts) et ceci dans un temps réduit. Sur ce principe, les éléments fertilisants (ITAB, 2001f) sont concentrés, ce qui permet une réduction des quantités manipulées.
Les conditions de température engendrées par le processus permettent la destruction de certains éléments pathogènes tels que les salmonelles (Hacala, 1998) et coccidies (Lorthios, 1998).
Selon des études effectuées aux Etats Unis, Halberg (1999) rapporte que le compostage entrainerait la destruction partielle ou totale des pesticides. L’activité de dégradation biologique au cours du compostage détruit la plupart des molécules et les résidus sont généralement faibles ou nuls. Enfin, le compostage amène à une réduction des odeurs désagréables.
5) Modélisation de la biodégradation a) Principe
L’interdépendance des facteurs influençant la biodégradation de la matière organique fait du compostage un processus complexe. L’approche expérimentale est longue et ne permet pas d’isoler les phénomènes que l’on souhaite identifier.
Les travaux de modélisation sont donc réalisés pour améliorer la compréhension des processus réactionnels. Sachant que le contrôle du procédé influe sur la qualité du compost obtenu, la maîtrise des paramètres clés permettrait de prévoir l’évolution du déchet. Le modèle représente de façon conceptuelle les comportements de biodégradation obtenus par confrontation et validation à des données expérimentales. Il s’agit donc de former un outil expérimental permettant de comprendre et d’identifier les incidences du processus de compostage pour en optimiser le procédé.
Des modèles de simulation du compostage ont été proposés à partir des années 1980. Quelque soit leur forme, tous sont fondés sur le couplage des équations de transfert de masse et de chaleur en association avec un modèle biologique. Les différences entre modèles reposent sur les processus pris en compte et la dimension spatiale.
S’il existe un relatif consensus sur la modélisation des transferts de masse et de chaleur, la conaissance des processus de biodégradation est moins avancée et de nombreux travaux de recherche s’intéressent à la modélisation des cinétiques biologiques de dégradation de la matière organique.
Le suivi respirométrique selon les échanges gazeux en O2 et CO2 développé par
Trémier (2004), s’est avéré un moyen adapté pour mesurer l’activité biologique de la biodégradation. Cette méthode permet de se libérer de certains paramètres d’influence (température, humidité…) en imposant des conditions expérimentales.
9 b) Modèle modifié de Trémier (d’après Esteve, 2008)
Les résultats expérimentaux du suivi respirométrique sont ensuite intégrables au modèle de compostage.
Le modèle modifié de Trémier (Figure 3) considère 6 fractions de matière organique : - MH la matière biodégradable hydrolysable en MB2
- MB2 la matière biodégradable (> 1kDa) soluble hydrolysable en MB1
- MB1 matière biodégradable (< 1kDa) soluble directement consommable par les micro--organismes
- X1 les champignons, responsables de l’hydrolyse de MH et consommant MB1 - X2 les bactéries, responsables de l’hydrolyse de MB2 et consommant MB1 - MI la fraction non biodégradable
La première hypothèse, sur laquelle se base le modèle, assimile la période de croissance exponentielle de la consommation en O2 à la croissance des micro-organismes, par
la consommation de MB1.
La phase de décroissance équivaut à l’hydrolyse du substrat MH (en MB2 puis MB1) et à sa consommation par les micro-organismes.
La phase de stabilisation correspond à la respiration endogène de la biomasse puisque l’ensemble du substrat organique biodégradable a déjà été consommé.
Figure 3 Schéma du modèle biologique Trémier modifié (d’après Estève, 2008) et l’illustration de son évolution (d’après Dénès, 2013)
Comme présenté à côté du schéma initial, l’étude réalisée souhaite apporter des améliorations au modèle initial. En s’inspirant des modèles de Zhang et al. (2012), Sole-mauri et al. (2007) et Kaiser (1996) on souhaite intégrer les compartiments biochimiques de l’analyse Van Soest pour parvenir à représenter l’évolution de ces fractions au cours du compostage. Le fraction MH serait donc déterminée expérimentalement en fractions SOLNDF,
CEL, HEM, LIC.
Il est interessant pour l’approfondissement du modèle, d’intégrer l’analyse de la matière en fractions Van Soest, puisqu’elles représentent des valeurs déterminables expérimentalement formant une base de données chiffrées pour la modélisation.
D’un autre côté, il est prévu de coupler le modèle de compostage (intégrant le modèle de biodégradation décrit ci-avant) avec un modèle d’volution de la MO dans les sols, qui lui se trouve déjà exprimé en fractions Van Soest. Le suivi de la biodégradation de la MO selon ces mêmes fractions permettra donc d’accorder les deux modèles grâce à une caractérisation commune.
10 Chapitre III : MATERIELS ET METHODES
1) Substrats
Les expériences et analyses ont été réalisées parallèlement sur 4 substrats que l’on peut regrouper en deux familles:
- Un fumier frais et un digestat de fumier provenant d’une exploitation agricole de Sémallé dans l’Orne. Dans les deux cas il s’agit de fumier de bovin. Pour ce qui est des traitements supplémentaires le digestat de fumier a été séparé par presse à vis à la sortie de l’unité de méthanisation à la ferme.
- Un biodéchet frais et un digestat de biodéchet provenant d’un centre de valorisation d’ordures ménagères (OM) dans lequel on pratique la méthanisation de biodéchets puis leur mélange avec des déchets verts. Le digestat de biodéchet a été séparé par presse à vis, tamisage puis centrifugation.
Les substrats sont conditionnés dans des seaux de 10L et congelés à -18°C pour empêcher toute activité de décomposition.
2) Analyse respirométrique
L’analyse respirométrique nous permet de suivre l’évolution de la biodégradation des substrats au cours du compostage. Ce suivi se fait grâce au relevé des échanges gazeux des substrats avec le milieu extérieur. Les teneurs en O2 et CO2 sont quantifiées par un analyseur
en entrée et en sortie de pilote respirométrique.
Pour chaque substrat, on place environ 1,2 kg de matière dans une cellule cylindrique de 10L en verre, fermée hermétiquement (Figure 4). Chaque cellule est reliée à une entrée et une sortie d’air, ce qui permet la mise en place d’une circulation d’air continue de 70-80L/h. Le débit est relativement élevé car l’air ne doit en aucun cas être un facteur limitant. En effet, il doit apporter la quantité nécessaire d’oxygène pour le bon déroulement de la dégradation. Pour assurer une bonne circulation de l’air à l’intérieur de la cellule, le substrat est surélevé sur une grille aérée, pour permettre la répartition homogène de l’air à son arrivée dans la cellule. Une masse de 300 g (1/4 de la masse d’échantillon) de « structurants » en plastique est mélangée préalablement à l’échantillon pour donner un ensemble plus poreux et laisser un accès optimisé du flux d’air aux micro-organismes qui dégradent la matière organique.
La température est un facteur influent de l’activité microbienne qu’il est important de pouvoir contrôler. La cellule est donc mise en bain-marie à 40°C, température optimale de l’activité microbienne mésophile (Trémier et al., 2005). Pour contrôler cette température, on dispose une sonde de température « Pt100 » dans les cellules. L'air d'arrivée est préchauffé à 40 °C par son passage dans un serpentin de cuivre immergé dans le bain-marie.
On régule de même l’humidité de l’air entrant, grâce à des “barboteurs”, bouteilles remplies d’eau, par lesquelles l’air va passer et se saturer en eau.
La respirométrie demande des vérifications (fuite d’air, valeur du débit) et approvisionnements quotidiens (eau de fuite, eau du bain..). L’ensemble des analyses effectuées est relevé sur poste informatique et mis en forme quotidiennement pour assurer un suivi régulier. La consommation d’oxygène est exprimée sur la base initiale de la matière organique (MO) des échantillons (mmol O2.h-1.kg-1 de MO initiale).
11 Figure 4 Schéma du système respirométrique
Pour chaque substrat, on opère 2 respirométries complètes (Tf = temps final) afin d’obtenir le profil de dégradation de l’échantillon et vérifier la reproductibilité de l’expérience. L’analyse des courbes obtenues nous permet de déterminer les temps analytiquement intéressants de la biodégradation (augmentation rapide de la consommation d’O2, pic de consommation d’O2, diminution rapide de la consommation de O2). Puis on lance
de nouvelles cellules respirométriques, dans des conditions identiques, mais que l’on arrêtera aux points clés précédemment déterminés pour chaque substrat. Respectivement à l’ordre chronologique on les nommera : T0 (matière organique non dégradée), T1, T2, T3, T4 et Tf (matière entièrement biodégradée).
La matière récupérée aux différents états de biodégradation est congelée pour arrêter toute évolution, avant d’être analysée. Les résultats obtenus nous permettront de caractériser la composition physico-chimique de la matière tout au long de sa décomposition.
3) Préparation des échantillons bruts
En sortie de respirométrie les échantillons sont broyés pour la réalisation des analyses physico-chimiques. Le broyage s’effectue à l’aide d’un broyeur à couteau, à savoir des lames qui entrainent par un mouvement de rotation l’échantillon contre un tamis pour provoquer le frottement, et donc l’effritement en morceaux, de l’échantillon. Un prélèvement de 600 g nous permet de récupérer un échantillon suffisant d’environ 500 g.
Généralement le broyeur à couteaux s’utilise sur des échantillons solides. Nos substrats étant très humides, on a recours à la congélation des échantillons par immersion dans l’azote liquide (-196°C). Cette technique a l’avantage d’être instantanée et n’affecte pas la composition initiale du substrat.
Etant donnée l’hétérogénéité des composants des substrats (graviers, métal, plastique..), le broyage est effectué d’abord sur un tamis de 4mm. Puis on réitère l’opération avec un tamis de 2mm. L’aluminium, les brindilles et les plastiques durs sont partiellement retenus au niveau du tamis du fait de la difficulté à les réduire. Leur présence en faible quantité et non systématique ne devrait pas affecter la composition de l’échantillon final obtenu.
12 4) Extraction aqueuse
Les échantillons bruts broyés à 2mm sont extraits à l’eau à 100°C pendant une heure. Cette étape correspond à l’extraction aqueuse isolée de l’analyse des fibres selon la Norme NFXP U44-162. Cette modification apportée au protocole nous permet de récupérer et d’analyser les fractions qui en ressortent. En effet, les molécules solubles dans l’eau représentent un potentiel intéressant à étudier, pour comprendre les premières phases de la biodégradation, mais l’enchainement de l’extraction aqueuse avec l’hydrolyse NDF préconisée par la méthode normalisée n’offre pas cette possibilité. Le compromis entre les conditions expérimentales de Van Soest, le matériel et l’échantillon disponibles nous ont conduits au protocole suivant (Figure 5).
Figure 5 Protocole adapté d’extraction aqueuse
Mode opératoire :
On chauffe à 100°C et sous agitation d’une pâle, 200 g d’échantillon dilué dans 1,7 L d’eau déjà portée à ébullition et cela pendant 1 heure. Le mélange obtenu est tamisé avec un chinois pour récupérer séparément la phase dite « non soluble » (Nsol) dans une barquette aluminium tarée et la phase liquide dans un Bécher. La phase liquide est centrifugée à 17700 rcf (xg), 20 minutes, à 4 °C. En sortie de centrifugeuse la phase liquide que l’on appellera « extrait » d’une part est conditionnée en flacons (2x250ml et 5x15ml) et stockée au congélateur (le surplus est éliminé), alors que le culot est ajouté au Nsol. Ce dernier est pesé et mis à l’étuve à 38°C, température indiquée dans la procédure Van Soest et permettant de ne pas évaporer certaines molécules, comme l’azote ammoniacal et les composés organiques volatils (COV).
13 5) Protocole d’analyses physico-chimiques
La préparation des échantillons et l’extraction aqueuse conditionnent les matières sorties des cellules respirométriques en 3 états différents. Pour chaque temps d’analyse, de chaque substrat on aura donc : l’échantillon brut (humide), le Nsol (sec) et l’extrait aqueux.
Pour pouvoir suivre au plus près les transformations de la matière, on réalise une analyse MS, MO et CT/NT à l’état d’échantillon brut et de Nsol. En se basant sur le principe de conservation de la matière, on peut déduire de ces mesures la composition des extraits aqueux.
La caractérisation de l’échantillon brut est complétée par une analyse NTK (azote total Kjeldhal). Le Nsol est conditionné en sachets pour la réalisation de 2 analyses de fibres. La première analyse suit le protocole ordinaire alors que la deuxième est volontairement arrêtée avant calcination pour la réalisation des analyses de CT/NT. Les macromolécules des extraits aqueux et des T0 de chaque substrat à l’état de Nsol sont analysées par HPLC (Figure 6).
14 6) Analyses physico-chimiques
a) Matière sèche
L’échantillon à traiter est pesé puis placé à l’étuve à 80°C. Lorsque la perte de masse en 24 heures est inférieure à 0.5% de la masse initiale du mélange, l’échantillon est considéré comme sec. On en déduit ensuite le pourcentage de matière sèche caractéristique de l’échantillon d’après le rapport :
MS = Masse de l’échantillon sec x100/Masse d’échantillon brut b) Matière organique
Les échantillons obtenus suite à l’évaluation de la matière sèche sont ensuite calcinés dans un four à moufles à 250°C pendant 2h puis 3h à 550°C. La perte au feu est la perte de poids d’un échantillon après calcination, rapportée au poids initial. Il s’agit donc de la perte de masse due au départ des espèces volatiles. Cette mesure permet de déduire un pourcentage de matière organique par convention.
MO = ((Masse d’échantillon sec - Masse de l’échantillon calciné) x100)/Masse d’échantillon sec c) Azote total Kjeldahl
Ces analyses permettent la détermination de la teneur en azote total Kjeldhal (NTK). Celui-ci correspond à l’ensemble des formes d’azote minéral et organique présentes dans le produit, excepté les formes oxydées (N-NOx). Soit : NTK = Norg +N-NH4.
L’analyse NTK débute par une étape de minéralisation de 5 heures, à chaud et en milieu acide. Pendant cette étape toutes les formes de l’azote sont converties en ammonium. Puis, on réalise une titration sur les condensats obtenus. Les résultats sont donnés en mgN/g d’échantillon. Le protocole utilisé est issu de la méthode normalisée NF EN 13342 (AFNOR 1995).
d) Analyses du carbone et de l’azote élémentaire
Le CT/NT mètre, permet de mesurer le carbone total (inorganique et organique) et/ou l’azote total (inorganique et organique) d’un échantillon, d’après la méthode normalisée AFNOR (2001) NF EN 13137.
L’échantillon est amené dans le réacteur, où il subit une combustion flash à haute température (1800°C). Le carbone est transformé en dioxyde de carbone et les composés azotés en oxydes d’azote. C’est une oxydation dite « par voie sèche ». Un courant d’hélium entraîne ensuite les composés formés vers une colonne chromatographique pour être séparés, détectés et quantifiés par un catharomètre. Le calcul de la teneur de l’échantillon s’effectue par rapport à une courbe d’étalonnage et est donné en % d’échantillon.
e) Fibres
La méthode Van Soest réalise le fractionnement biochimique de la matière organique par hydrolyses successives. Elle permet donc d’évaluer la composition d’un échantillon en fractions « soluble », « hémicellulose », « cellulose » et « lignine ».
Lors de ce stage nous avons essayé de reproduire au plus proche les conditions de l’analyse Van Soest, tout en l’adaptant aux études que l’on a souhaité mener. Le protocole utilisé fait référence à la méthode normalisée XP U44-162 (AFNOR 2009).
Le traitement des fibres se décompose en 3 étapes :
- agitation dans un bain de détergent neutre (NDF) à 100°C pendant 1 heure. - agitation dans un bain d’acide faible (ADF) à 100°C pendant 1 heure
15 Entre chaque bain, les échantillons sont rincés 4 fois à l’eau chaude et 3 fois à l’acétone. Les fractions SOLNDF, HEM, CEL et LIC sont obtenues par différence de masse
après calcination à 480°C, d’après les équations (en % de matière organique) : SOLNDF = 100 - NDF
HEM = NDF - ADF CEL = ADF - ADL LIC = ADL
Pour connaître les 4 fractions d’un même substrat il faudra donc réaliser 3 échantillons Van Soest. Un échantillon sera calciné après chaque bain, alors que les autres suivront la suite du protocole. La calcination est effectuée à 250°C pendant 2h, puis 480°C pendant 3h selon les conditions énoncées par le protocole Van Soest.
L’analyse des paramètres globaux, des résidus de l’analyse Van Soest reprend les mêmes consignes jusqu’au rinçage, puis séchage des échantillons. Contrairement à la calcination indiquée par le protocole, on effectue directement, dans ce cas, une analyse CT/NT sur la MO résiduelle, récupérée à l’intérieur des sachets.
f) Analyse chromatographique des macromolécules
La méthode HPLC a été choisie pour suivre la présence des macromolécules (polysaccharides, protéines) au cours de la biodégradation. Pour se faire, nous avons utilisé un chromatographe (Dionex Ultimate 3000), effectuant la séparation des espèces par principe d’exclusion stérique sur colonne TSKGel G3000 PWXL. Ainsi, les molécules sont entrainées par un éluant (60% de solution de TFA à 0.1%, 40% d’acétonitrile pour HPLC) dans une colonne qui retient les molécules en fonction de leur poids moléculaire et leur affinité physico-chimique. Le débit d’entrée en colonne est fixé à 0.3 L/min. Chaque espèce mettra un temps qui lui sera caractéristique pour ressortir, c’est le temps de rétention. Les détections sont effectuées par deux détecteurs :
- un DAD-UV (détecteur à barrettes de diode) mesurant à 254 et 280 nm.
- un DEDL (détecteur évaporatif à diffusion de lumière) de température d’évaporation de 70°C et de débit d’azote à 1.6 SLM.
Le volume d’injection est de 50 µ L à une température de 5°C. Pour éviter l’encrassement et le bouchage de la colonne tous nos échantillons sont filtrés à 0,45 µm (Filtre GF-RC). Le temps d’acquisition est estimé à 60min.
Les résultats sont obtenus sous forme de chromatogrammes, en V.min.L-1 pour les composés détectés en DEDL (détecteur universel) et en Au.min.L-1 pour les composés détectés en UV (protéines et substances humiques (SH)).
Le chromatographe est initialement étalonné avec des extraits biologiques, des sucres et des acides aminés (cf. Annexe 6).
L’étude des échantillons solides est réalisée suite à une extraction EDTA à 0.5% dans un tampon Tris-HCL pour 1 g d’échantillon. Le mélange est maintenu 4h sous agitation à 4°C, avant d’être centrifugé à 17700 rcf (g), 15min à 4°C. La phase liquide récupérée peut ensuite être analysée.
16 Chapitre IV : RESULTATS ET DISCUSSION
1) Reproductibilité et validation des mesures respirométriques a) Courbes de production en CO2
Le profil respirométrique est propre au substrat étudié. Pour permettre l’exploitation et la comparaison des différents temps de biodégradation des cellules, il faut tout d’abord s’assurer de la reproductibilité de l’expérience sur les mesures respirométriques complètes (Tf), en comparant les points clés de l’évolution des taux d’O2 et/ou de CO2 tels que l’allure
globale de la courbe, le temps au pic de consommation, la valeur du pic de consommation, le temps de redescente et le comportement au retournement.
Pour chaque déchet, la mesure respirométrique complète, c'est-à-dire du déchet initial jusqu’à stabilisation de la matière organique, a été effectuée deux fois. La stabilisation de la matière organique est estimée atteinte lorsque la variation de la cinétique de consommation d’O2 est inférieure à 10% en 24h.
Graphique 1 Superposition des courbes de production du CO2 des cellules respirométriques complètes C5 et C6 du fumier ainsi que C3 et C4 du digestat de fumier
Graphique 2 Superposition des courbes de production du CO2 des cellules respirométriques complètes C3 et C4 du biodéchet ainsi que C3 et C4 du digestat de biodéchet
0 10 20 30 40 50 60 70 80 0 200 400 600 800 C O 2 m m o l/ h /k g M O Temps en heure Fumier tf C5 Fumier tf C6 0 10 20 30 40 50 60 70 0 200 400 600 800 C O 2 m m o l/ h /k g M O Temps en heure Digestat fumier Tf C3 Digestat fumier Tf C4 0 20 40 60 80 100 120 140 160 0 100 200 300 400 500 C O 2 m m o l/ h /k g M O Temps en heure Biodéchet Tf C3 Biodéchet Tf C4 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 0 100 200 300 400 500 C O 2 m m o l/ h /k g M O Temps en heure Digestat biodéchet C1 Digestat biodéchet C2
17 Les profils de concentration en CO2 de cellules indépendantes (2 pour chaque substrat)
montrent des comportements de biodégradation très proches au vu de la superposition des courbes dans le temps. Les courbes de production du CO2 de biodéchet Tf C4 et de digestat
biodéchet Tf C2 atteignent des valeurs de pic plus faibles que leur duplicat respectif.
b) Points clés des cinétiques de production du CO2 au cours de la biodégradation
Le Tableau 1, confirme la reproductibilité de l’expérience des 4 substarts, puisque les cinétiques de production du CO2 sont simultanées entre réplicats et les CV des mesures en CO2 n’exèdent pas 10%.
Tableau 1 Valeurs des points clés de la production de CO2 des substrats
Cellule Pic Pic en
mmolCO2/h/kg MO Début de la phase de stabilisation Production finale en mmolCO2/h/kg MOi Stabilisation de la production de CO2 fumier C5 39 h 55,72 255 h 3,7 830 h C6 41 h 55,69 255 h 4,1 830 h CV = 0,02 % CV = 5,1 % digestat fumier C3 335 h 36,9 435 h 10,12 805 h C4 335 h 38,5 435 h 8,94 805 h CV = 2,1 % CV = 6,2 % biodéchet C3 47 h 148.05 115 h 17.37 380 h C4 48 h 123.35 115 h 17.37 380 h CV = 9,1 % CV = 0 % digestat biodéchet C1 2,6 h 95.31 200 h 12.32 400 h C2 2,6 h 81.22 200 h 10.54 400 h CV = 7.9 % CV = 7.7 %
Après stabilisation de la cinétique de consommation en O2 et production de CO2,
chaque échantillon de Tf a été « retourné », c’est à dire que l’on a remélangé l’ensemble de la cellule pour s’assurer que toute la matière consommable a bien été accessible aux micro-organismes. Pour les quatre substrats, aucune reprise d’activité n’a été relevée.
Le relargage en CO2 et la consommation en O2 sont proportionnels. Dans ce sens, les
courbes de cinétiques de production en CO2 montrent des profils très comparables à celles
présentant la cinétique de consommation d’O2.
Ces premières analyses nous permettent de valider la reproductibilité de l’expérience et de s’assurer qu’en effectuant la biodégradation d’un substrat dans des conditions identiques, on obtient des résultats comparables.
18 2) Interprétation de la cinétique de consommation d’O2
a) Caractérisation des substrats selon leur consommation en O2 i) Fumier et digestat fumier
Graphique 3 Evolution de la consommation d’oxygène du fumier et du digestat fumier en biodégradation
D’un point de vue général, les 2 substrats passent successivement par 3 phases. Une première phase d’augmentation rapide de la consommation d’O2, sous la forme d’un pic de
consommation. On observe que le fumier entre presque directement dans sa phase de consommation forte en oxygène alors que le digestat de fumier a une phase de latence d’environ 130 h. Comparé au pic fin du fumier, le pic du digestat de fumier est plus étalé et la matrice reste environ 80 h à une consommation d’oxygène élevée.
Puis une deuxième phase, qui correspond à la diminution toute aussi rapide de la consommation d’O2, est observée. Lors de cette phase, on peut relever sur la courbe du
fumier, la formation d’un « pseudo-pic » à 170 h.
Enfin les substrats entrent dans une troisième phase pendant laquelle la consommation d’O2 diminue très progressivement jusqu’à devenir très faible.
Du point de vue cinétique, les deux matières ont donc des comportements différents (Tableau 2).
Tableau 2 Valeurs des points clés de la consommation d’O2 du fumier et digestat fumier
Temps d’atteinte du pic Consommation au pic mmolO2/h/kgMO Début de la phase stabilisation Consommation finale mmolO2/h/kgMO Temps final fumier 41 h 82 200 h 7 700 h digestat fumier 310 h 70 420 h 12 800 h 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 0 200 400 600 800 1000 O 2 m m o l/ h /k g M O Temps en heure Digestat Fumier Tf Fumier Tf
19 ii) Biodéchet et digestat biodéchet
Graphique 4 Evolution de la consommation d’oxygène du biodéchet et du digestat biodéchet en biodégradation
Les profils de biodéchet et digestat biodéchet se déclinent en 4 phases. Tout d’abord une augmentation exponentielle, suivie d’une décroissance rapide de la consommation en O2.
La succession de ces deux phases forme un pic.
Puis on observe une stagnation du taux de O2, plus appuyée sur le profil du digestat
biodéchet.
Dans une dernière phase la consommation de O2 diminue lentement jusqu’à
stabilisation.
Le biodéchet présente un pic très évasé et plus lent à atteindre, alors que le digestat biodéchet montre un pic très fin atteint en quelques heures. Après 130h les comportements de biodéchet et digestat biodéchet sont similaires.
Les cinétiques de consommation d’O2 du biodéchet et digestat biodéchet sont
récapitulées en quelques points dans le Tableau 3.
Tableau 3 Valeurs des points clés de la consommation d’O2 du fumier et digestat fumier
Temps d’atteinte du pic Consommation au pic mmolO2/h/kgMO Début de la phase stabilisation Consommation finale mmolO2/h/kgMO Temps final biodéchet 48 h 156 205 h 16 450 h digestat biodéchet 2,6 h 104,7 155 h 12,3 400 h
b) Rapprochement de l’activité biologique des profils respirométriques avec les hypothèses de modélisation
En effectuant le suivi de la consommation en O2, on met en évidence l’activité de la
biomasse qui «consomme» la matière organique et permet sa décomposition.
Les biodégradations complètes des substrats mettent en évidence des modifications de l’état de la matière qui se traduisent par des changements de comportement de la biomasse. Des hypothèses considérées pour l’élaboration du modèle Trémier modifié (d’après Estève 2008) découlent des interprétations biologiques aux différentes phases.
L’augmentation exponentielle de la consommation d’O2 met en évidence, le
développement microbien en présence d’une concentration non limitante de molécules consommables. La rapidité avec laquelle la matière est assimilée laisse penser que l’on se
0 20 40 60 80 100 120 140 160 0 100 200 300 400 500 O 2 m m o l/ h /k g M O Temps en heure Biodéchet Tf Digestat biodéchet Tf
20 réfère à une matière organique facilement accessible aux micro-organismes. D’après les connaissances sur la composition de la matière organique, on peut penser qu’il s’agit de molécules solubilisées ou facilement hydrolysables soit MB1.
On note que le digestat de fumier et de biodéchet n’ont pas le même comportement relativement au déchet frais qui leur correspond. En effet, le digestat fumier consomme de l’O2 après une longue phase de latence alors que le digestat biodéchet entre quasiment
instantanément en phase de forte consommation d’O2. Cette différence de comportement
pourrait s’expliquer premièrement par leur origine différente, mais également une réaction différente de la méthanisation. Le fumier étant constitué d’une part plus importante de composants difficilement hydrolysables, ne serait pas méthanisé aussi efficacement par la biomasse anaérobie que le biodéchet qui a une constitution plus hétérogène. Dans la continuité de ce raisonnement, les digestats qui ressortent de la méthanisation ont des constitutions bien différentes. On a donc un écart de rapport substrat/biomasse initial non négligeable qui peut expliquer les divergences de comportement de biodégradation. Comme les deux méthanisations ont été réalisées sur des sites distincts, il est également possible qu’elles n’aient pas été poussées au même stade et pas menées de manière exactement identique.
L’arrivée au pic met en évidence un changement important de comportement puisque la consommation en O2 chute presque aussi vite que sa montée. Cette diminution peut faire
référence à une rupture du stock de matière organique facilement biodégradable. Le substrat consommable jusqu’alors en quantité non limitante est épuisé, il faut donc entamer la dégradation de la matière organique lentement biodégradable (Tremier et al., 2005) soit MH et MB2. La cinétique de consommation est plus rapide que la cinétique de production (par hydrolyse) de molécules en quantité suffisante au maintien de la biomasse. On observe une diminution de la consommation d’O2 correspondant au ralentissement, puis à la régression de
la croissance de la population.
Un premier ralentissement (voir stagnation) de la décroissance, surtout discernable sur les substrats de biodéchet pourrait marquer une modification de la matière consommable. Ceci peut indiquer un changement de biomasse (X1, X2) ou de comportement de la biomasse. Ce plateau vient peut-être marquer un équilibre de la dynamique de formation/consommation de MB1. A l’épuisement de MH puis de MB2, la production de MB1 devient limitante et la consommation d’O2 diminue lentement. C’est l’entrée en phase de en stabilisation.
Enfin la cinétique de consommation atteint un niveau faible mais stable que l’on associerait à la respiration endogène des micro-organismes, soit une respiration interne aux micro-organismes sans apport extérieur. La matière organique restante est résistante à la biodégradation (MI) et est donc inaccessible à la consommation des micro-organismes.
c) Sélection des points d’analyse de matière
D’après les points clés des courbes de Tf, on répartit des temps de prélèvement à effectuer sur les cellules respirométriques pour pouvoir caractériser la matière selon les phases de consommations d’O2 : en phase de croissance rapide, au pic, en phase de
décroissance rapide, et en phase de stabilisation (Tableau 4).
Tableau 4 Schéma de prélèvement des cellules respirométriques des substrats
Temps de prélèvements T1 T2 T3 T4
fumier 8h 40h 150h 200h
digestat fumier 9h 200h 300h 600h
biodéchet 48h 90h 150h 250h
21 Après réalisation et superposition des courbes respirométriques des temps intermédiaires avec les profils de dégradation complets (Annexe 1), on retrouve des comportements globalement similaires. Même si certains temps de latence ou décalage d’atteinte au pic (amplitude ou temps) sont observés, on obtient une cinétique cohérente entre les essais de chaque substrat. En raison de problèmes expérimentaux, l’essai T1 de digestat fumier et T4 de biodéchet n’ont pas pu être utilisés.
3) Evolution des paramètres physico-chimiques des substrats au cours de la biodégradation
L’analyse des paramètres globaux (CT/NT, MO, NTK) permet de suivre les transformations de la MO des matrices au cours de la biodégradation.
a) Evolution de la MO
Les masses de MO (g) aux instants de prélèvements sont ramenées respectivement à la MS (g) initiale (T0). Excepté un broyage à 2 mm, les prélèvements analysés ici n’ont pas subi de transformations. On considère que la constitution moléculaire des broyats obtenus est équivalente aux échantillons récupérés en sortie de cellules respirométriques (auxquels le structurant a été retiré).
Tableau 5 Récapitulatif des mesures de matières organiques au cours de la biodégradation
fumier digestat fumier biodéchet digestat biodéchet
Prélèvements MO / MSi MO / MSi MO / MSi MO / MSi
T0 0,84 0,78 0,62 0,52 T1 0,77 0,66 0,63 T2 0,78 0,67 0,58 0,69 T3 0,64 0,57 0,62 0,60 T4 0,53 0,43 0,56 Tf 0,34 0,28 0,37 0,47
Les valeurs de MO du fumier et digestat fumier présentées dans le Tableau 5Tableau 2 mettent en évidence une diminution progressive de ce paramètre. Ces résultats concordent avec le principe de la biodégradation qui tend à la consommation et à la minéralisation de la matière organique. On observe que la réduction de la quantité de matière organique, a lieu en début et en fin de biodégradation pour le fumier (de T0 à T1 et de T4 à Tf). Pour le digestat de fumier, le phénomène est surtout observé à partir de T3.
Les résultats obtenus pour le biodéchet et digestat biodéchet prêtent à discussion. Théoriquement le taux de matière organique ne peut pas augmenter en cours de biodégradation puisqu’aucun apport de matière n’est possible. Les tendances obtenues dans le Tableau 5 révèlent des incohérences explicables par des prélèvements d’échantillons non représentatifs du substrat.
A partir de cette considération, on peut estimer que la MO du biodéchet se maintient entre T0 et T3 et n’est vraiment consommée qu’entre T4 et Tf. Quant au digestat biodéchet, même si les résultats sont décroissants à partir de T2 il semble difficile de se prononcer étant donné la différence peu significative entre la valeur du T0 et du Tf. La minéralisation trop faible du digestat biodéchet, ne permet pas d’obtenir des résultats significatifs par rapport à la marge d’erreur considérée (échantillonnages, mesures). Cette constatation signifie que les analyses basées sue les mesures de paramètres globaux ne nous permettront pas de fournir des interprétations pour le digestat biodéchet.
22 b) Evolution de la part de carbone au cours de la biodégradation sur échantillon de
matière brute, non soluble et soluble à l’eau.
Comme souligné par le comportement de la MO, il est cohérent d’observer une réduction progressive de la teneur en carbone au cours du temps. Cette tendance n’est pas linéaire. Il est intéressant de superposer les courbes de variations de CT avec les courbes de consommation en oxygène (Graphique 5).
Graphique 5 Comparaison de la composition en Carbone à la consommation d’oxygène, au cours de la biodégradation du fumier, digestat fumier et biodéchet
Les concentrations initiales du fumier, digestat fumier et biodéchet sont respectivement de 534, 510 et 626 g de CT/kg MOi.
L’échantillon de fumier initial est donc constitué de 120g de CT et perd 55% de carbone en fin de biodégradation. L’échantillon initial de digestat fumier est constitué de 161g de CT et connait une réduction de 63% de sa teneur en carbone. L’échantillon initial de biodéchet contient 183g de CT et perd 50% de sa teneur en carbone.
Le point T1 de fumier semble aberrant car il indique un gain de matière entre deux temps. De même le point T3 de biodéchet est critiquable puisqu’il abouti à une concentration négative de carbone en extrait aqueux. L’erreur faite sur les mesures et échantillonnages peuvent être une explication à ces incohérences.
La concentration du carbone des échantillons bruts semble liée aux tendances de la courbe de consommation d’oxygène. On observe une diminution modérée du taux de carbone jusqu’au pic de consommation en O2. Puis au moment de la diminution rapide de la
0 20 40 60 80 100 120 140 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 0 500 C a rb o n e e n g m m o l O 2 /h /k g M O i Temps en heure rO2 Fumier Tf Brut Nsol Extrait aqueux 0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 0 10 20 30 40 50 60 70 80 0 500 C a rb o n e e n g m m o l O 2 /h /k g M O i Temps en heure
rO2 Digestat fumier Tf Brut Nsol Extrait aqueux -7 43 93 143 193 243 0 20 40 60 80 100 120 140 160 180 0 200 400 600 C a rb o n e e n g m m o l O 2 /h /k g M O i Temps en heure rO2 Biodéchet Tf Brut Nsol Extrait aqueux
