Biopsie testiculaire et fécondation in vitro en ICSI au centre hospitalo-universitaire de Strasbourg

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Biopsie testiculaire et fécondation in vitro en ICSI au

centre hospitalo-universitaire de Strasbourg

Charles Pax

To cite this version:

Charles Pax. Biopsie testiculaire et fécondation in vitro en ICSI au centre hospitalo-universitaire de Strasbourg. Sciences pharmaceutiques. 2017. �hal-01932138�

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UNIVERSITE DE LORRAINE

2017

___________________________________________________________________________

FACULTE DE PHARMACIE

MEMOIRE

du

DIPLOME D’ETUDES SPECIALISEES

de Biologie Médicale

Soutenu devant le Jury Interrégional Le 21 avril 2017

Par Charles PAX

né (e) le 28.02.1988

Conformément aux dispositions de l'arrêté du 4 octobre 1988 tient lieu de

THESE

pour le

DIPLOME D’ETAT

de

DOCTEUR

en

PHARMACIE

__________

Biopsie testiculaire et fécondation in vitro en ICSI au centre hospitalo-universitaire de Strasbourg

__________

Juges : Pascal ESCHWEGE, Professeur

Marius TELETIN, Maitre de Conférences Fabienne SCHNEIDER, Docteur en Pharmacie Jeanine OHL, Docteur en Médecine

2 UNIVERSITÉ DE LORRAINE FACULTÉ DE PHARMACIE Année universitaire 2016-2017 DOYEN Francine PAULUS Vice-Doyen Béatrice FAIVRE Directeur des Etudes

Virginie PICHON Conseil de la Pédagogie Président, Brigitte LEININGER-MULLER Collège d'Enseignement Pharmaceutique Hospitalier

Président, Béatrice DEMORE Commission Prospective Facultaire

Président, Christophe GANTZER Vice-Président, Jean-Louis MERLIN

Commission de la Recherche Président, Raphaël DUVAL Responsable de la filière Officine Béatrice FAIVRE Responsables de la filière Industrie Isabelle LARTAUD,

Jean-Bernard REGNOUF de VAINS

Responsable de la filière Hôpital Béatrice DEMORE

Responsable Pharma Plus ENSIC Jean-Bernard REGNOUF de VAINS Responsable Pharma Plus ENSAIA Raphaël DUVAL

Responsable Pharma Plus ENSGSI Igor CLAROT Responsable de la Communication Marie-Paule SAUDER Responsable de la Cellule de Formation Continue Béatrice FAIVRE

et individuelle

Responsable de la Commission d'agrément Béatrice FAIVRE des maîtres de stage

Responsable ERASMUS Mihayl VARBANOV

DOYENS HONORAIRES Chantal FINANCE Claude VIGNERON PROFESSEURS EMERITES Jeffrey ATKINSON Jean-Claude BLOCK Max HENRY Alain MARSURA Claude VIGNERON

PROFESSEURS HONORAIRES MAITRES DE CONFERENCES HONORAIRES

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Michel JACQUE Jean-Claude CHEVIN

Pierre LABRUDE Jocelyne COLLOMB

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Janine SCHWARTZBROD Marie-Claude FUZELLIER

Louis SCHWARTZBROD Françoise HINZELIN

Marie-Hélène LIVERTOUX

Bernard MIGNOT

Jean-Louis MONAL

ASSISTANTS HONORAIRES Blandine MOREAU

3

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Annie PAVIS Marie-France POCHON

Anne ROVEL

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ENSEIGNANTS Section

CNU* Discipline d'enseignement

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Jean-Louis MERLIN 82 Biologie cellulaire

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MAITRES DE CONFÉRENCES DES UNIVERSITÉS - PRATICIENS HOSPITALIERS

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4

François DUPUIS 86 Pharmacologie

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PROFESSEUR ASSOCIE

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PROFESSEUR AGREGE

Christophe COCHAUD 11 Anglais

 En attente de nomination

*Disciplines du Conseil National des Universités :

80 : Personnels enseignants et hospitaliers de pharmacie en sciences physico-chimiques et ingénierie appliquée à la santé 81 : Personnels enseignants et hospitaliers de pharmacie en sciences du médicament et des autres produits de santé 82 : Personnels enseignants et hospitaliers de pharmacie en sciences biologiques, fondamentales et cliniques 85 ; Personnels enseignants-chercheurs de pharmacie en sciences physico-chimiques et ingénierie appliquée à la santé 86 : Personnels enseignants-chercheurs de pharmacie en sciences du médicament et des autres produits de santé 87 : Personnels enseignants-chercheurs de pharmacie en sciences biologiques, fondamentales et cliniques

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« LA FACULTE N’ENTEND DONNER AUCUNE APPROBATION, NI IMPROBATION AUX OPINIONS EMISES DANS LES THESES, CES OPINIONS DOIVENT ETRE CONSIDEREES COMME PROPRES A LEUR AUTEUR ».

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REMERCIEMENTS

A mon président de thèse, Professeur Jean-Marc LESSINGER, pour l’honneur que vous me faites de présider cette thèse, veuillez trouver ici l’expression de ma sincère reconnaissance. A mon directeur de thèse, Docteur Marius TELETIN, pour m’avoir proposé ce sujet, pour avoir accepté de diriger ce travail et pour le temps que tu m’as accordé. Je garderai un excellent souvenir de ta positivité et de ta bienveillance.

Au Professeur Pascal ESCHWEGE, praticien hospitalier urologue et cancérologue au CHRU de Nancy, pour l’honneur que vous me faites de siéger parmi les membres du jury, veuillez trouver ici l’expression de ma sincère reconnaissance.

Aux membres du jury :

Docteur Jeanine OHL, gynécologue obstétricien, pour l’honneur que vous me faites de siéger parmi les membres du jury, veuillez trouver ici l’expression de ma sincère reconnaissance. Merci également pour les conseils et pour toutes les discussions que nous avons eu lors de mon passage au CMCO.

Docteur Fabienne SCHNEIDER, pharmacien d’officine, pour l’honneur que vous me faites de siéger parmi les membres du jury, veuillez trouver ici l’expression de ma sincère reconnaissance. Je vous remercie sincèrement pour tous ce que vous avez faits pour moi depuis ma première année de faculté.

Mes remerciements s’adressent également à tous les membres du laboratoire de Biologie de la reproduction du CHU de Strasbourg, et notamment à Dr. Isabelle LICHTBLAU, Dr. Cécile GREZE, Dr. Laetitia LADUREAU et Dr. Catherine CELIBI pour tous les conseils et toutes les explications que vous m’avez données. Je n’oublie pas les techniciens, techniciennes et secrétaires qui m’ont également beaucoup aidé.

Je dédie cette thèse :

A la femme de ma vie qui m’a soutenu et supporté toutes ces années, malgré mon caractère. Je te dois tout, si j’en suis là c’est beaucoup grâce à toi, ta patience, ta gentillesse… et à toutes tes qualités qui font ce que tu es pour moi.

A mes parents… je vous dois tellement de choses que je ne saurais les énumérer. Merci de m’avoir permis de faire les bons choix, d’avoir tout fait pour que ces années d’études passent facilement et surtout de m’avoir offert cet avenir.

A ma sœur, A mon frère,

8

A tous mes amis, de fac ou non, je ne vous citerai pas tous, vous êtes tellement nombreux à compter pour moi. Depuis 2007 on s’est éclaté entre Strasbourg, Reims, Metz et Nancy. Vous m’avez fait passer tellement de moments inoubliables, je vous remercierai jamais assez de faire partie de ma vie.

9

10

A. INTRODUCTION : ... 12

1. HISTOIRE ... 13

2. RAPPELS ... 16

a. Anatomie de l’appareil génitale mâle : ... 16

b. Régulation hormonale : ... 17

c. La spermatogénèse : ... 19

3. DÉFINITIONS ... 20

a. Azoospermie Excrétoire ... 20

b. Azoospermie Sécrétoire ... 21

c. Bilan devant une azoospermie ... 21

d. Chirurgie : ... 22

4. GÉNÉTIQUE ET AZOOSPERMIE ... 31

5. ACTUALITÉ: ... 32

B. MATERIELS & METHODES ... 33

1. PÉRIODE D’ÉTUDE : ... 34

2. PATIENTS : ... 34

3. BILAN ANDROLOGIQUE : ... 35

4. LA CONJOINTE : ... 36

5. PROCÉDURE D’ICSI : ... 37

6. RÉCAPITULATIF DE LA PRISE EN CHARGE : ... 39

C. RESULTATS : ... 40

1. CHOIX DES POINTS DE COMPARAISON : ... 43

2. RÉSULTATS DE LA BIOPSIE : ... 44 3. CARACTÉRISTIQUES DE LA POPULATION:... 45 4. RÉSULTATS DE L’ICSI : ... 47 5. NUMÉRATION SPERMATIQUE : ... 48 6. MOBILITÉE :... 50 7. NOMBRE D’OVOCYTE : ... 52 8. NOMBRE D’EMBRYON : ... 54 9. TYPE D’AZOOSPERMIE : ... 56 10. FSH : ... 58

11. TAUX DE GROSSESSE, FAUSSE COUCHE ET NAISSANCE: ... 60

12. AUTRES RÉSULTATS STATISTIQUES : ... 61

D. DISCUSSION : ... 62

1. ANALYSE DES FACTEURS PRÉOPÉRATOIRES : ... 63

a. L’âge ... 63 b. Le tabagisme ... 63 c. L’étiologie ... 64 d. Le volume testiculaire ... 64 2. LIMITES DE L’ÉTUDE : ... 65 3. AVANTAGES DE L’ÉTUDE ... 65

4. CHOIX DE LA MÉTHODE CHIRURGICALE... 65

5. UTILISATION DE SPERMATOZOÏDES CONGELÉS : ... 66

6. ACTE CHIRURGICAL SYSTÉMATIQUE : ... 66

11

F. BIBLIOGRAPHIE : ... 70

G. ANNEXES ... 76

1. ANNEXE 1 :LISTE DE ABRÉVIATIONS : ... 77

2. ANNEXE 2:CALCULS STATISTIQUES:... 78

a. Numération : ... 78

b. Mobilité :... 79

c. FSH ... 80

d. Nombre d'ovocyte (NO) ... 81

e. Nombre d’embryon (NE) ... 84

12

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1. Histoire

C’est le 25 juillet 1978, en Angleterre, que naquit le premier enfant conçu par fécondation in vitro (FIV). Ce jour-là, le biologiste Robert Edwards et le gynécologue Patrick Steptoe démontraient à la communauté scientifique que les travaux réalisés depuis plus d’une vingtaine années chez les petits mammifères étaient transposables à l’espèce humaine. Un espoir extraordinaire se levait pour toutes les femmes atteintes de stérilité tubaire définitive.

Trente ans plus tard, on mesure le chemin parcouru. La FIV s’est enrichie de tout un panel de techniques collatérales : cryoconservation, ICSI (intracytoplasmic sperm injection), DPI (diagnostic préimplantatoire), don de gamètes, etc.

De son côté l’ICSI a révolutionné le traitement des stérilités masculines.

Entre 1 et 3 % des enfants, en Europe, sont issus de ces techniques et, pour l’année 2002, on estimait leur nombre à 230 000 environ dans le monde (1). En 2012, pour le vingtième anniversaire de l’ICSI, A. Van Steirteghem publiait dans Human Reproduction que le nombre

d’enfants nés grâce à cette technique avait dépassé les 2.5 millions(2).

Si l’on fait un petit tour de la préhistoire de la FIV, on constate que les prémices de la culture in vitro d’embryon de mammifères, au préalable conçu in vivo, se situent vers 1880 grâce à Schenk (3). Il tenta également, sans succès, la fécondation in vitro dans le milieu extérieur. La première fécondation in vitro fût réalisée par G. Pincus en 1930 chez le lapin, malheureusement aucune naissance n’est observée. Enzmann, en 1934, découvre qu’il faut environ 12 heures de culture pour qu’un ovocyte, prélevé dans un follicule immature, reprenne la méiose et atteigne le stade de métaphase 2 (4). En 1954 a lieu la première fécondation in vitro réussie, chez le lapin, documentée scientifiquement et attribuée au français François Charles Thibault (5). En 1963, la première FIV chez le hamster aboutit grâce à Yanagimachi et Chang (6).Puis vint le tour de la souris (1968), de la vache, du porc,… Tous ces essais menant à la naissance de Louise Brown en 1978.

Étudions maintenant l’histoire de la FIV humaine. Celle-ci commence en Angleterre avec le généticien Robert G. Edwards et son fort intérêt pour la maturation ovocytaire. Un de ses buts était de réaliser d’une part la fécondation et d’autre part le développement embryonnaire in vitro. Il commence par confirmer que cette maturation ovocytaire in vitro nécessite 12h chez le rongeur, pour passer du stade de vésicule germinative à celui de métaphase 2. Il découvre par la suite avec stupéfaction que chez les ruminants et les primates cette maturation nécessite environ 37h, et il semble qu’il en soit de même chez l’humain (7). En 1969, le Dr Edwards réussi enfin la fécondation ovocytaire humaine in vitro avec une technique reproductible et efficace (8,9), Il est donc possible de s’essayer aux premiers transferts d’embryons directement dans l’utérus, et ainsi de passer au chapitre « clinique » de l’histoire. Tout étant à inventer, il faut définir les conditions du transfert (non

14

traumatique, aseptique, avec le minimum de milieu possible). Une fois ces contraintes respectées, l’équipe commence à réaliser le transfert in utero des embryons clivés chez des femmes atteintes de stérilité tubaire définitive, de manière à ce qu’il n’y ait aucun doute quant à la réalité d’un éventuel succès. Cependant, aucune grossesse n’est obtenue. Parmi toutes les causes qui auraient pu expliquer ces échecs, Dr. Edwards désigne un responsable, le corps jaune. En effet, le traitement par hMG-hCG entraînant une phase lutéale courte de 8-9 jours, il semblait indispensable de réaliser une supplémentation en progestérone pour compenser ce déficit lutéal et favoriser l’implantation et le début de la grossesse.

Cependant les échecs se poursuivent. Le choix de la molécule de substitution (un progestatif retard à effet lutéolytique inconnu à cette époque) ne s’avère pas efficace, tout du moins pas totalement.

Heureusement, les dosages plasmatiques de la BhCG sont devenus disponibles et se révèlent positifs, 8 jours après le transfert embryonnaire, chez plusieurs des patientes prises en charge. L’implantation avait donc bien eut lieu, mais la grossesse s’était rapidement interrompue : le terme de grossesse « biochimique » était né. En 1973, en Australie, le Dr Kretzer rapporte 2 grossesses biochimiques (10), puis en 1975 la première grossesse extra-utérine post transfert in utéro est publiée (11). Le 25 juillet 1978 le premier bébé issu de la FIV était né (12).

Après ce bref rappel des débuts de l’assistance médicale à la procréation, recentrons-nous sur la technique d’AMP dont ce document fait l’objet : l’ICSI (pour Intra-Cytoplasmic Sperm Injection), technique consistant à micro-injecter un spermatozoïde vivant directement dans le cytoplasme de l’ovocyte.

Cette technique, qui est en quelque sorte une évolution de la FIV dite « classique », est mise au point en 1990, en Belgique, par A. Von Steirteghem. Elle est d’ailleurs presque immédiatement utilisée sur les embryons humains, puisque à peine 2 ans plus tard, Palermo et al. (13) publiaient la première naissance obtenue en ICSI.

L’ICSI est ainsi devenue le traitement de choix des patients présentant des altérations spermatiques sévères. Cependant, il existe certains patients dont les paramètres spermatiques sont tellement catastrophiques que même l’ICSI ne suffit pas.

Pour ces patients est mis au point, en 1993, le prélèvement chirurgical de spermatozoïdes. Ce prélèvement a révolutionné la prise en charge des patients souffrant d’azoospermie (absence totale de spermatozoïde observé dans l’éjaculat) (14). Avant l’avènement de ces techniques, pour avoir un enfant, la seule possibilité pour un homme présentant une azoospermie ou une oligozoospermie extrême, était le recours au don de spermatozoïdes. Par la force des choses, il est mis en place une « hiérarchisation » des patients, de manière à définir quelle technique leur serait proposée.

15

En cas d’absence de spermatozoïde à l’examen direct du sperme, deux situations sont envisageables:

 Soit le patient est réellement azoosperme (absence de spermatozoïde même après

centrifugation du sperme) et il faut envisager une biopsie testiculaire (14) ;

 Soit des spermatozoïdes sont observés après centrifugation du sperme et on parle

alors de cryptozoospermie. Dans cette situation, des tentatives d’autoconservations puis des tentatives d’ICSI sur sperme éjaculé pourront alors être réalisées (15,16).

D’autres patients présenteront d’emblée à l’examen direct du sperme quelques rares spermatozoïdes (oligozoospermie extrême). La prise en charge thérapeutique sera alors similaire et tout aussi délicate que celle des patients présentant une cryptozoospermie (15,16).

Toutes ces situations constituent un véritable challenge pour les médecins et biologistes de la reproduction. En effet, la prise en charge des patients pour lesquels une quantité extrêmement faible de spermatozoïdes est observée dans l’éjaculat, reste indiscutablement difficile.

Ainsi, certaines équipes ont proposé le recours à la biopsie testiculaire chez ces patients dont la numération spermatique est extrêmement faible (17–20).

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2. Rappels

Avant de donner des précisions sur les termes employés dans les premiers paragraphes, détaillons quelques points techniques concernant l’appareil génital mâle, la spermatogénèse et les régulations hormonales qui y ont lieu.

a. Anatomie de l’appareil génitale mâle :

Il est composé des testicules, des voies excrétrices intra et extra-testiculaires : tubes droits, rete-testis, canaux efférents, épididyme, canal déférent, urètre. Ainsi que des glandes annexes : vésicules séminales, prostate et glande de cowper.

Référence : http://infirmi.e-monsite.com/pages/schema/testicule.html

Les testicules ont deux fonctions distinctes : Exocrine (production de spermatozoïdes) et endocrine (production d’hormones androgènes). La production des spermatozoïdes est réalisée dans la lumière des tubes séminifères. Deux types de cellules sont essentiels, les cellules de Sertoli ayant un rôle de soutien et les cellules germinales qui sont les précurseurs des cellules de la lignée spermatique.

17

b. Régulation hormonale :

Comme beaucoup de glandes endocrines les testicules ne fonctionnent pas de manière indépendante mais sont placés sous le contrôle du complexe hypothalamo-hypophysaire. Il en résulte que l'activité génitale est en permanence régulée par les hormones qui y sont produites, la production de celles-ci étant par ailleurs dépendante d'un certain nombre d'influences centrales liées à des stimuli d'origine externe, tels que la lumière, ou interne, tels que l'état psychique du sujet. Situé au centre de l'encéphale, l'hypothalamus est une petite structure nerveuse constituée de plusieurs noyaux gris recevant de multiples afférences d'origine sensorielle et émettant de nombreuses efférences ascendantes et descendantes. Il participe ainsi à bon nombre de fonctions centrales et intervient également dans de nombreuses régulations hormonales par l'intermédiaire de l’hypophyse, située juste en dessous.

Le fonctionnement des testicules est placé sous le contrôle de deux gonadostimulines hypophysaires (FSH et LH) et d'une gonadolibérine hypothalamique (GnRH).

FSH et LH sont synthétisées par les cellules de l'antéhypophyse. Ce sont deux glycoprotéines formées d'une chaîne α de 90 acides aminés commune aux deux molécules et d'une chaîne β de 115 acides aminés spécifique à chaque gonadostimuline. Les deux sont identiques dans les deux sexes mais ayant d'abord été découvertes chez les femelles de mammifères, leur appellation fait référence à la physiologie féminine :

 FSH pour Follicle Stimulating Hormone (= Hormone folliculo-stimulante),  LH pour Luteinizing Hormone (= Hormone lutéinisante).

La GnRH (Gonadotrophin Releasing Hormone) est quant à elle un décapeptide fabriqué par les neurones du noyau arqué de l'hypothalamus. Elle est libérée de manière pulsatile à raison d'une décharge toutes les 90 minutes en moyenne. Comme elle stimule les cellules productrices de LH et de FSH, il en résulte que ces dernières sont également libérées de manière pulsatile dans la circulation sanguine.

Ces hormones étant de nature peptidique, elles ne pénètrent pas dans leurs cellules-cibles. Leur action s'exerce en se fixant sur des récepteurs membranaires spécifiques, ce qui déclenche une cascade de réactions enzymatiques faisant intervenir un messager intracellulaire (l'AMP cyclique désigné pour cette raison second messager hormonal).

Schématiquement, on peut considérer que la FSH agit sur la fonction exocrine du testicule (spermatogenèse) alors que la LH agit sur son activité endocrine (production de testostérone). La LH agit directement sur les cellules de Leydig en stimulant la production de testostérone. Comme elle est libérée de manière pulsatile, il s'ensuit que la sécrétion de testostérone obéit au même rythme et qu'elle se traduit par de brefs épisodes de libération intense séparés dans le temps par des intervalles plus ou moins longs, variables au cours de la journée et pouvant atteindre plusieurs heures.

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La FSH agit indirectement sur la spermatogenèse en stimulant la production d'ABP (Androgen Binding Protein) par les cellules de Sertoli. Cette glycoprotéine de liaison, libérée dans la lumière des tubes séminifères, présente une grande affinité pour la testostérone et la dihydrotestostérone. L’ABP a un rôle de stockage, de transport des androgènes vers les organes cibles de l’appareil génital et a également une action sur la maturation des cellules de la lignée spermatique. Elle est à l’origine d’une augmentation de la concentration des hormones qu’elle transporte au niveau de la lumière des tubes séminifères et donc en contact direct avec les cellules germinales et libère progressivement les androgènes de ces tubes jusque dans l’épididyme.

La LH et la FSH exercent ainsi en permanence leurs effets sur le testicule et lui permettent d'assurer ses fonctions exocrine et endocrine de manière continue. Toutefois, leur libération se faisant sous le contrôle de la GnRH, toute modification des paramètres centraux est susceptible d'entraîner des répercussions sur la production de testostérone et de spermatozoïdes. Enfin, il faut signaler que le fonctionnement du complexe hypothalamo-hypophysaire est lui-même soumis à deux rétrocontrôles négatifs :

 d'une part, le taux de testostérone circulante exerce un effet inhibiteur sur la production de LH et de GnRH ;

 d'autre part, les cellules de Sertoli fabriquent une glycoprotéine, l'inhibine, libérée de manière pulsatile en même temps que la testostérone, qui exerce un effet inhibiteur sur la production de FSH.

On aboutit ainsi à une régulation dynamique de la production hormonale qui intègre de nombreux facteurs.

19

c. La spermatogénèse :

La spermatogenèse est le fruit de l'interaction étroite entre les cellules de Sertoli et les cellules germinales à l’intérieur des tubes séminifères ainsi que des interactions entre les cellules de Sertoli et de Leydig à l'extérieur de ces mêmes tubes. Le tout rythmé par les productions hormonales.

La spermatogenèse se définit comme étant l’ensemble des processus qui transforment la cellule germinale immature (spermatogonie initiale et diploïde) en une cellule haploïde très spécialisée (le spermatozoïde). C'est un processus complexe et fragile qui débute à la puberté et est efficace jusqu'à un âge très avancé. À partir du moment où elle est entamée, c'est un processus continu qui ne s'interrompt pas. La durée d’un cycle de spermatogenèse est fixe dans chaque espèce. Chez les humains, il est de 74 jours. Il aboutit à la production de plusieurs millions de spermatozoïdes en continu. Toute altération peut être responsable d'une diminution de la quantité et/ou de la qualité des spermatozoïdes.

20

3. Définitions

Reprenons le titre de l’étude ci présente, Biopsie testiculaire et prise en charge en AMP, on comprend assez aisément que les patients qui vont être étudiés font partie, principalement, de deux catégories : cryptozoosperme et azoosperme. Et donc que la technique qui va être employée est de loin la plus fine et la plus méticuleuse. Il s’agit en effet de récupérer des spermatozoïdes issus d’un prélèvement testiculaire de manière à les injecter directement dans le cytoplasme de l’ovocyte. De cette façon les enfants issus de cette technique sont l’aboutissement de dizaines d’années de recherches croisant et mettant en étroite relation différents corps médicaux (Biologie, Urologie, Gynécologie, etc). Dans ces cas de figure on mêle stimulation ovarienne, ponction ovocytaire, biopsie testiculaire, ICSI…

Pour que le sujet soit parfaitement posé il nous reste à définir quelques termes. Commençons par ceux relevant de la spermiologie :

L'azoospermie se définit comme l'absence de spermatozoïdes dans le sperme éjaculé. Le diagnostic est formel lorsqu’aucun spermatozoïde n’est retrouvé après centrifugation de la totalité de l’éjaculat. Avant d’affirmer une azoospermie, il convient de renouveler l’examen sur 2 recueils à 3 mois d’intervalle (rappelons que 3 mois équivalent à un cycle de spermatogenèse, 74 jours exactement).

Il existe deux types d’azoospermie : Excrétoire par obstacle sur les voies génitales ou sécrétoire par défaut de production des spermatozoïdes. La distinction repose sur plusieurs arguments : données cliniques, spermiologiques, hormonales, échographiques, génétiques et histologiques.

a. Azoospermie Excrétoire

Dans ce cas de figure, on observe les caractéristiques suivantes : FSH plasmatique normale, testicules normaux.

Il existe notamment quatre grandes étiologies à ce type d’azoospermie :

 agénésie/ atrésie des canaux déférents et/ou vésicules séminales autrement nommé

ABCD (anomalie lié à une mutation du gène CFTR).

 séquelles d’infections génitales

 antécédent de vasectomie

21

b. Azoospermie Sécrétoire

Il s’agit d’un déficit sécrétoire de cause périphérique ou centrale, associant FSH plasmatique élevée et testicules régulièrement atrophiés :

 Cause périphérique

o origine génétique (syndrome de Klinefelter, micro-délétions du chromosome Y, mutations inhibitrices du récepteur de la FSH)

o origine acquise (cryptorchidie, chirurgie inguino-scrotale, toxiques, traumatismes, orchites, torsion testiculaire, rôle cofacteur de la varicocèle…) o idiopathique

 Cause centrale

o hypogonadisme hypo-gonadotrope congénital : syndrome de Kallmann de Morsier, syndrome de Prader-Willy, mutations des gènes de récepteur à la GnRH, FSH ou LH, mutations du gène GPR 54…

o hypogonadisme hypo-gonadotrope acquis : tumeur hypophysaire, atteinte prostatique, iatrogénie médicamenteuse

c. Bilan devant une azoospermie

L’interrogatoire et l’examen clinique sont des étapes cruciales pour préciser les facteurs susceptibles d’altérer la fertilité.

Le spermogramme permet de préciser le volume de l’éjaculat, le pH séminal. La biochimie séminale est prescrite lorsqu’une anomalie des glandes génitales est suspectée afin d’en préciser le niveau.

Les dosages hormonaux comportent : FSH et inhibine B (fonction sertolienne), testostéronémie (fonction leydigienne), LH et prolactine en cas d’hypotestostéronémie. L’échographie scrotale est systématiquement réalisée. Elle permet de déterminer le volume testiculaire avec précision (valeur seuil fixée à 16 ml pour l’hypotrophie), d’étudier le carrefour prostato-vésiculo-déférentiel, d’éliminer une pathologie tumorale.

Le caryotype est également systématique chez les azoospermes. L’anomalie la plus fréquente est le syndrome de Klinefelter (47, XXY) (11 % environ). D’autres mutations sont recherchées en fonction des constatations clinico-biologiques précédentes. Si une anomalie génétique est mise en évidence, un conseil génétique est réalisé avant la poursuite de l’AMP.

22

d. Chirurgie :

La deuxième grande partie du sujet concerne un monde relativement éloigné de la biologie médicale. Le versant chirurgical est absolument fondamental dans ce contexte et nécessite d’être compris.

C’est en 1940 que sont publiées les premières biopsies testiculaires pour le diagnostic des infertilités masculines (20). Puis se succèdent les publications. Tout ceci permettant, au fur et à mesure, la mise en place d’une classification histologique précise de l’ensemble des troubles de la spermatogenèse.

Définissons maintenant les techniques permettant de prélever des spermatozoïdes directement au sein du testicule. La première chose qu’il faut savoir c’est que l’activité de prélèvement chirurgical de tissu testiculaire, en vue d’utilisation procréative, doit être faite par un chirurgien en possession des agréments délivrés par arrêtés ministériels après avis de la Commission Nationale de Biologie de la Reproduction (CNBDR), maintenant remplacée par l’Agence de Bio-Médecine (ABM). Son innocuité doit être totale, aussi les techniques chirurgicales et histologiques nécessitent une grande rigueur afin d’apporter des renseignements précis et complets.

I. Rappels histologique :

La biopsie testiculaire est réalisée dans le but, évidemment de préserver la fertilité du patient, mais aussi de manière à déterminer l’étiologie de l’azoospermie touchant le patient. Il est indispensable de comprendre de quelle manière sont atteints les tubes séminifères. Quatre catégories sont définies : Normal, Hypo-spermatogénèse, Blocage de maturation et Cellules de Sertoli isolées. Les résultats histologiques apportés par la biopsie influencent la conduite ultérieure.

Grâce à cette biopsie, nous espérons avoir un aperçu de ce qui se passe au niveau testiculaire et ainsi déterminer la ou les anomalies potentielles.

L’ensemble des acteurs responsables de la spermatogenèse, sont-ils tous présents? Voyons-nous les spermatozoïdes à toutes les étapes de leur maturation?

Y a-t-il suffisamment de zone où la spermatogenèse est active?

C’est sur la base de ces questions simples, que nous pouvons décrire ce qui se passe au niveau de la biopsie.

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i. Normal

http://anabible.webethan.org/spip.php?article2793&lang=fr

On observe l’ensemble de la lignée cellulaire spermatique. Les cellules de Leydig et de Sertoli sont présentes. La majorité des tubes séminifères sont remplis de spermatozoïdes qui vont se diriger vers l’épididyme afin d’acquérir leur mobilité.

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ii. Hypospermatogénèse

http://anabible.webethan.org/spip.php?article2793&lang=fr

Les spermatozoïdes sont observés à tous les stades de maturation. Malheureusement, un nombre très insuffisant de tubes séminifères sont actifs, à tel point que la recherche de spermatozoïdes à l’examen direct ne permet pas leur mise en évidence.

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iii. Blocage de Maturation

http://anabible.webethan.org/spip.php?article2793&lang=fr

Dans ce contexte, l’ensemble des acteurs responsables de la fabrication des spermatozoïdes sont présents, mais leur maturation est stoppée prématurément.

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iv. Cellule de Sertoli isolée

http://anabible.webethan.org/spip.php?article2793&lang=fr

Seules persistent les cellules de Sertoli, ces cellules ayant, exclusivement, un rôle de soutien pour les cellules germinales de la lignée spermatique, l’absence de ces dernières rend donc impossible la mise en place de la spermatogénèse.

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II. Les Techniques chirurgicales

i. L’aspiration percutanée ou TESA (testicular sperm aspiration)

Réalisés à l’aide d’une aiguille ou d’un pistolet automatique. Plusieurs échantillons sont aspirés au même site de ponction. Cette technique est la moins invasive mais ne permet pas d’analyse histologique et possède une moins bonne rentabilité par rapport à la biopsie chirurgicale (22–25).

Ses risques sont : hémorragies, fragments ininterprétables du fait de leur taille, souvent dilacérés, développement d’anticorps anti-spermatozoïdes décrits.

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ii. La biopsie chirurgicale ou TESE (testicular sperm extraction)

Elle a lieu au bloc opératoire sous anesthésie générale le plus souvent.

Une scrototomie est réalisée, puis ouverture de la vaginale, et incision de l’albuginée transversale. Par pression manuelle, la pulpe testiculaire fait saillie au travers de cette

incision et saisie par un coup de ciseau. Systématiquement un 2e

fragment est fixé pour l’analyse histologique.

Le prélèvement est par la suite analysé par un biologiste de la reproduction

Si des cellules germinales sont retrouvées, les fragments doivent être immédiatement congelés pour utilisation ultérieure. Dans le cas contraire, un nouveau fragment peut être prélevé.

Enfin, après vérification définitive de l’hémostase, un ou deux points en X au fil résorbable assurent la fermeture de l’albuginée, puis de la vaginale. L’incision scrotale est également refermée.

Le prélèvement testiculaire est dans la grande majorité des cas bilatéral. Un abord unilatéral peut être réalisé en cas d’anomalie parenchymateuse controlatérale (micronodules) constatée lors de l’échographie préopératoire. Dans ce cas, on évite d’intervenir sur ce testicule afin de ne pas l’altérer d’avantage.

Des complications peuvent survenir telles que : blessure épididymaire, hématome, infection (orchite ou épididymite). Une atteinte vasculaire peut également conduire à une atrophie testiculaire, surtout si les biopsies sont multifocales (23).

Cette méthode est celle qui permet un taux élevé d’extraction de spermatozoïdes et l’obtention d’un examen histologique dans le même temps.

Le Pr. Jacqmin, référent à Strasbourg, utilise uniquement cette technique pour deux raisons principales. De manière général, une seule intervention est nécessaire et la BT peut être réalisée de manière asynchrone (BT et stimulation ovarienne réalisées en décalé) évitant ainsi toute stimulation inutile en cas d’absence de spermatozoïde dans le prélèvement. Au laboratoire de biologie de la reproduction, le tissu testiculaire est dilacéré de façon mécanique à l’aide d’un scalpel. Le produit de dilacération est ensuite aspiré et introduit dans un tube conique stérile de 2 ml.

Puis, grâce à des mouvements de frottements rotatifs exercés par une aiguille, les cellules germinales sont séparées des cellules somatiques. A partir de la suspension obtenue, plusieurs gouttes calibrées sont déposées dans une boîte de culture stérile, mise sous huile et incubées à 37°C sous 5% de CO2. Après 20 minutes d’incubation, chacune des gouttes est observée au microscope inversé en contraste de phase, équipé d’une platine chauffante. En présence de spermatozoïdes, le reste de la préparation est congelé après l’avoir mélangé

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volume à volume à un cryoprotecteur. Des paillettes hautes sécurité sont ensuite confectionnées, et cryopréservées à moins 196°C dans des cuves contenant de l’azote liquide (26).

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iii. Microdissection TESE

Cette technique limite les prélèvements aux seuls tubes séminifères susceptibles de présenter une spermatogenèse en les détectant au microscope et en les micro-disséquant. En effet, les tubes séminifères qui présentent une spermatogenèse sont de diamètres plus importants et plus opaques que les autres. Le rendement d’extraction est ainsi amélioré, avec limitation des complications vasculaires (23).

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iv. Les prélèvements épididymaires ou PESA

Plusieurs techniques peuvent être appliquées : ponction transcutanée ou PESA (percutaneous epididymal sperm aspiration), ou abord direct MESA (microsurgical epididymal sperm aspiration) sous contrôle microchirurgical attentif.

http://southwestvasectomyreversal.com/testicular-microdissection/

4. Génétique et Azoospermie

Il faut souligner l’ampleur considérable que revêt la génétique dans la problématique qui nous occupe. De plus en plus de gènes candidats dans la stérilité masculine sont découvert chaque année (CFTR, NR5A1, TAF4B, ZMYND15, SOHLH1, Wt1, NPAS2, TEX11, BOULE…)(27). Pour être précis, il existe 2 grandes catégories d’anomalies distinctes :

- Anomalie chromosomique (de nombre : Syndrome de Klinefelter,… ou de structure : Translocation t(13 ;14), microdélétion de l’Y,…)

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5. Actualité:

Après la préhistoire, puis l’histoire de la FIV/ICSI, abordons l’actualité. Le 15 juillet 2016, F. Belva et associés, présentaient la première publication concernant la qualité des paramètres spermatiques des jeunes adultes issus eux-mêmes de l’AMP et notamment suite à une ICSI (26). Cette étude compare 54 jeunes hommes issus d’ICSI à un groupe contrôle, il s’agit en fait de la plus ancienne cohorte existante. Cette étude comparative permet de confirmer quelques hypothèses émises et notamment celle concernant la crainte de voir apparaitre des anomalies spermatiques chez ces enfants ayant un père atteint de trouble sévère de la procréation. Ce suivi a permis de révéler une baisse, par rapport au groupe contrôle, de deux paramètres spermatiques parmi les plus importants : la numération et la mobilité totale.

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34

Ce travail sera présenté sous la forme d’une étude rétrospective, et aura pour objectif principal de dévoiler les résultats statistiques concernant les ICSI réalisées au CMCO et utilisant des spermatozoïdes issus de prélèvement testiculaire (ICSI(BT)).

Voici, en résumé, les points importants à connaitre pour bien comprendre ce document et les choix qui y sont faits :

- Notion d’assistance médicale à la procréation - Notions d’infertilité masculine et féminine

- La biopsie testiculaire (pour qui, par qui et comment) - La cryoconservation des spermatozoïdes

- La stimulation ovarienne

- La ponction ovarienne, qualité ovocytaire - La technique d’ICSI

- Développement embryonnaire - Transfert d’embryon frais/congelé - Béta-hCG plasmatique

Pour effectuer ce projet, nous nous sommes servis de tous ces points de manière à définir le nombre d’années à étudier, quels couples inclurent et lesquels exclurent tout en limitant un maximum les biais de sélection.

1. Période d’étude :

C’est à partir de 2013 que la plupart des informations, concernant les couples pris en charge en AMP au CMCO, ont été informatisées. L’étude va donc commencer au début de l’année 2013 pour se terminer en octobre 2016.

2. Patients :

119 couples, dont le conjoint est azoosperme, ont été pris en charge par le CMCO dans le

but de réaliser une ICSI, avec des spermatozoïdes d’origine testiculaire.

Chez28patients aucun spermatozoïde n’a été retrouvé à la biopsie testiculaire.

7 couples ont abandonné en cours de stimulation et pour 2 couples la ponction ovocytaire n’a pas fonctionné (PO blanche), ces 9 couples ont donc été exclus de l’étude.

Tous les couples dont la conjointe présente une insuffisance ovarienne précoce ont été écartés (1 couples en 2015 et 1 couple en 2014). L’insuffisance ovarienne précoce étant définie ici comme une déplétion prématurée des follicules ovariens avant l’âge de 40 ans et pour l’étude les limites d’exclusion sont les suivantes : AMH < 1 ng/mL et âge < 35 ans.

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Ces exclusions se justifient de manière à ce que la seule anomalie majeure de la fertilité présente au sein du couple soit l’absence de spermatozoïdes.

L’étude porte donc sur 80 couples, ce qui représente sur 4 années 137 tentatives et 177 cycles de stimulations.

Parmi les conjoints, 53 ont une azoospermie d’origine excrétoire, 17 ont une azoospermie d’origine sécrétoire, 2 ont une cryptozoospermie et 8 ont une azoospermie d’origine indéterminée.

3. Bilan andrologique :

Les patients ont tous été suivis au CHU de Strasbourg.

Pour chaque patient, ont été répertoriés l’âge au moment de la tentative et/ou l’âge au moment de la biopsie testiculaire ainsi que l’existence d’antécédents ou de facteurs pouvant altérer la spermatogenèse (tabagisme, alcoolisme, obésité, antécédent de cryptorchidie, traumatisme testiculaire, traitement gonado-toxique, chirurgie de hernie inguinale et

infections génitales)(29,30).

Chaque patient a bénéficié:

 D’un examen clinique précisant les volumes testiculaires, permettant d’éliminer la

présence de nodules ou de varicocèle, de visualiser les voies excrétrices spermatiques (canaux déférents ; épididymes), de vérifier leur présence ainsi que l’absence de dilatation et d’évaluer le degré d’androgénisation.

 D’une échographie scrotale pour mesurer précisément le volume testiculaire.

L’hypotrophie testiculaire étant définie par un volume inférieur à 16 ml (31,32). En

cas de suspicion d’atteinte des voies excrétrices profondes (absence de canaux déférents, dilatation épididymaire), une échographie par voie endorectale était pratiquée pour étudier plus précisément le carrefour prostato-vésiculo-déférentiel.

 D’un bilan hormonal avec dosage de la FSH plasmatique par chimiluminescence et de

l’inhibine B par ELISA afin d’évaluer la fonctionnalité des cellules de Sertoli et de la testostérone totale par RIA (Radio-Immuno-Assay) afin d’explorer celle des cellules de Leydig.

 D’un caryotype constitutionnel

 De la recherche de micro-délétions des régions AZFa, AZFb et AZFc situées sur le bras

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 D’une spermoculture afin d’éliminer une infection spermatique.

 Des sérologies virales (VIH, VHC, VHB, syphilis) obligatoires avant toute prise en

charge en assistance médicale à la procréation en France.

4. La conjointe :

Les conjointes bénéficient d’un bilan hormonal complet (œstradiol, FSH, LH, AMH, testostérone, prolactine, TSHus), d’une échographie pelvienne entre le 2ème et le 5ème jour

du cycle menstruel afin d’évaluer leur réserve ovarienne, ainsi qu’une

hystérosalpingographie.

À l’issue de ce bilan, nous pouvons distinguer différents groupes de patientes. Celles présentant une baisse de la réserve ovarienne (AMH inférieure à 1,5 ng/mL ou 11 pmol/l (33) et/ou moins de 5 follicules / ovaire à l’échographie), ou celles atteintes d’un syndrome des ovaires polykystiques (défini selon les critères de Rotterdam) (34), d’une endométriose ou d’une pathologie tubaire et bien sûr celles sans anomalie.

Les patientes ont bénéficié d’un protocole de stimulation ovarienne contrôlée associant un agoniste ou un antagoniste de la GnRH (Gonadotrophin-releasing hormone) et des gonadotrophines (FSH recombinante ou urinaire ou HMG). La dose quotidienne de gonadotrophine est choisie en tenant compte de l’âge, de l’IMC, de l’AMH et du compte de follicules antraux. Au cours de la stimulation, les patientes bénéficient d’un monitorage consistant en des dosages hormonaux (taux d’œstradiol et de LH) couplés à une échographie pelvienne par voie vaginale. Lorsque la réponse est jugée satisfaisante (plus de 3 follicules > 17 mm), une injection sous-cutanée de 250 μg d’HCG recombinante (OVITRELLE ,

Merck-Serono Lyon, France) est réalisée pour assurer la maturation folliculaire et ovocytaire

terminale.

La ponction ovocytaire, échoguidée, a lieu 36 heures après l’injection d’HCGr, sous diazanalgésie, au bloc opératoire, par voie transvaginale. Les ovocytes ainsi recueillis sont immédiatement placés dans une étuve à 37°C et transportés au laboratoire de biologie de la reproduction afin d’y être analysés.

Dès le soir de la ponction, les patientes reçoivent un soutien de phase lutéale par progestérone en intravaginale à raison de 200 mg, 3 fois par jour, jusqu’à la réalisation du test de grossesse.

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5. Procédure d’ICSI :

https://prezi.com/wj4yeimps2fc/in-vitro-fertilization/

Dans un premier temps le patient vient en personne au CECOS pour signer les documents nécessaires à la sortie de ses paillettes, auto-conservées à partir de sa biopsie testiculaire. Le nombre de paillettes utilisées est fonction du nombre d’ovocytes matures en métaphase II obtenus lors de la ponction ovocytaire et du nombre de spermatozoïdes mobiles ou vivants injectables observés après décongélation par paillette. Les spermatozoïdes sont sélectionnés en fonction de leur mobilité et de leur morphologie. Lorsque les spermatozoïdes observés sont immobiles, un test hypo-osmotique permet d’évaluer la vitalité spermatique. Seuls les spermatozoïdes vivants seront utilisés pour l’injection des ovocytes. Le spermatozoïde choisi est aspiré par une pipette dite « d’injection » et est déposé directement dans le cytoplasme d’un ovocyte mature (en métaphase II), à l’aide d’un micromanipulateur. Si cela est possible, tous les ovocytes matures sont micro-injectés (nécessitant parfois de décongeler plusieurs pailles).

Le lendemain de l’injection ovocytaire, les signes de fécondation sont observés : la fécondation sera dite normale en présence de 2 pronucléi (PN) au sein du cytoplasme ovocytaire. L’ovocyte à ce stade est un zygote.

La cinétique et la qualité embryonnaire sont ensuite observées au 2ème jour (J2) et/ou au 3ème jour (J3) suivant la ponction ovocytaire. Dans certaines situations, l’embryon pourra continuer d’évoluer en culture in vitro jusqu’au 5ème voire jusqu’au 6ème jour suivant la ponction ovocytaire.

Les embryons « top quality » sont définis par la présence de 4 à 5 blastomères à J2 ou de 7 à 8 blastomères à J3, blastomères typiques, réguliers et avec un taux de fragmentation

inférieur à 10%(29).

Le transfert intra-utérin du ou des embryons se fait généralement à J3 ou à J5 par le médecin gynécologue à l’aide d’un cathéter. La patiente est installée en position gynécologique avec

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mise en place d’un spéculum. Le cathéter contenant l’embryon choisi, est introduit dans la cavité utérine puis celui-ci est déposé à environ 2 centimètres du fond de la cavité. Le cathéter est ensuite immédiatement examiné au microscope après le geste afin de s’assurer que l’embryon a bien été déposé dans la cavité utérine.

En fonction de leur qualité, les embryons surnuméraires sont cryo-conservés. Dans tous les cas, 2 semaines après la ponction ovocytaire, les patientes réalisent un dosage d’HCG plasmatique quantitatif. En cas de positivité, le traitement par progestérone en intra-vaginal sera poursuivi jusqu’à 8 semaines d’aménorrhée.

On parle de grossesse clinique, lorsque l’on visualise un sac embryonnaire en échographie. Les grossesses évolutives sont définies par l’évolution favorable de la grossesse au-delà de 12 semaines d’aménorrhée.

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6. Récapitulatif de la prise en charge :

Résumons maintenant tous les faits précédemment évoqués, et mettons

chronologiquement en place tous les éléments de la prise en charge des couples consultant pour infertilité d’origine masculine, de type azoospermie et ayant recours à l’ICSI(BT).

Le plus souvent la prise en charge du couple infertile fait suite à une demande provenant de leur gynécologue de ville. Les patients sont directement mis en relation avec un gynécologue du CMCO qui va réaliser les premières observations.

Il est important que les deux membres du couple, homme et femme, soient associés à égalité dans la recherche du diagnostic.

Une investigation, non invasive, de base est réalisée et met rapidement en évidence la cause de l’infertilité.

Le diagnostic est apporté par un faisceau d’arguments associant biologistes, généticiens, gynécologues et urologues.

La première étape post diagnostic est l’autoconservation de spermatozoïdes. L’homme doit alors subir une intervention chirurgicale indispensable pour la suite de la démarche.

Si et seulement si les résultats chirurgicaux sont concluants, la stimulation ovarienne est alors envisagée. En effet, cette dernière est réalisée dans tous les cas de manière asynchrone. On décongèle alors les paillettes du patient, la ponction ovocytaire est réalisée et les ovocytes matures sont fécondés. Pour finir, le transfert embryonnaire est effectué principalement à J3 de la PO, et parfois, lorsque la qualité embryonnaire le permet, à J5 de la PO.

40

41

L’ensemble des tests statistiques réalisés dans cette étude suivent une loi Normale centrée réduite N(0,1).

Trois types de calculs sont réalisés :

 La comparaison de 2 pourcentages non appariés, selon les hypothèses et formules

suivantes :

pA = proportion du groupe A pB = proportion du groupe B

nA = nombre d’échantillon du groupe A nB = nombre d’échantillon du groupe B

pC = proportion commune = (nApA + nBpB)/(nA + nB) qC = 1 – pC

Hypothèse H0 = absence de différence entre les 2 groupes Hypothèse H1 = différence entre les 2 groupes

Avec une valeur α = 0.05 (seuil d’interprétation) Formule :

Si Z > Zα H0 n’est pas vérifié Si Z < Zα H0 est vérifié

Avec Zα = 1.96 si on recherche une différence (Valeur statistique répertoriée dans les tables statistiques)

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 Le calcul de l’Odd Ratio, lorsque il est pertinent de le réaliser.

Il s’agit d’une mesure d’effet relatif calculé comme un rapport d’odds (ou de cotes). Un «

odd » correspond au rapport de deux probabilités complémentaires : la probabilité P de survenue d'un événement divisée par la probabilité (1-P) que cet événement ne survienne pas.

Méthode :

événement Absence

d’événement

Effectif total Odd Ratio

Groupe 1 A B n1 OR = (A.D)/(B.C)

Groupe 2 C D n2

Si l'odd ratio est (en prenant l’exemple du taux de grossesse) : - proche de 1, le taux de grossesse est indépendante du groupe ;

- supérieur à 1, le taux de grossesse est plus fréquente dans le groupe 1 que dans le groupe 2 (attention dans cette condition il faut que la p value soit < 0.05 pour conclure à une amélioration significative) ;

- bien supérieur à 1, le taux de grossesse est beaucoup plus fréquente dans le groupe 1 que dans le groupe 2 ;

- inférieur à 1, le taux de grossesse est moins fréquente dans le groupe 1 que dans le groupe 2 (attention dans cette condition il faut que la p value soit < 0.05 pour conclure à une diminution significative) ;

- proche de zéro, le taux de grossesse est beaucoup moins fréquent dans le groupe 1 que dans le groupe 2.

 Le calcul de la « p value » est pour sa part réalisé à l’aide d’un logiciel (GMRC

shinystats) Valeurs de p :

p value Interprétation statistique

>0.05 PS = pas significatif

0.05 à 0.01 * = faible différence

0.01 à 0.001 ** = moyenne différence

43

1. Choix des points de comparaison :

L’idée principale de ce document est de tenter d’éclairer certaines zones d’ombre concernant la réalisation des ICSI(BT), la compréhension du rôle des différents paramètres spermatiques et les chances de réussite pour les couples ayant recours à cette méthode. La première partie à détailler, et surement l’une des plus importantes, concerne le choix des patients chez lesquels il est possible de réaliser une biopsie testiculaire dans de bonnes conditions. Le Pr. Jacqmin est la seule personne, à Strasbourg, autorisée à pratiquer cet acte, c’est également lui qui définit les critères d’acceptation des patients. Selon le Pr Jacqmin, la meilleure indication à la biopsie testiculaire est l’azoospermie excrétoire (ABCD, échec de Vaso-vasostomie, sténose post-infectieuse,…), il n’exclut pas les autres étiologies même si la concentration en FSH plasmatique est élevée. La seule situation pour laquelle il conseille de dissuader le patient est lorsque celui-ci a une azoospermie sécrétoire associant FSH haute et testicule de petite taille, mais malgré tout si le patient insiste l’opération pourra être réalisée.

Mais d’autres questions fondamentales s’imposent. Comment répartir les patients pour effectuer des comparaisons sensées ? Quels paramètres choisir ? Quels seuils définir ? Pour cela nous nous sommes concentrés sur les notions de base de la procréation, soit la numération spermatique, la mobilité des spermatozoïdes, le type d’anomalie porté par le patient, la concentration en FSH plasmatique ou encore le nombre d’embryon(s) disponible(s) et leurs qualités respectives.

Pour définir les seuils (par exemple : répartition des patients en fonction de leur numération spermatique) nous nous sommes appuyés sur des publications préexistantes et sur la façon de faire au LBDR-CMCO. Nous avons repris des bornes identiques pour créer nos cohortes/groupes de comparaison (tout en gardant des populations suffisamment grande pour pouvoir réaliser des tests statistiques respectant les critères de la loi Normal.)

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2. Résultats de la Biopsie :

Au total, entre le 1er janvier 2013 et le 31 octobre 2016, 119 patients ont eu une biopsie

testiculaire, dans le cadre de l’AMP. Pour 28 d’entre eux le prélèvement n’a pas permis de congeler de spermatozoïdes et parmi eux 23 ont une azoospermie d’origine sécrétoire. Autrement dit, sur ces 4 années près de 82% des patients n’ayant des spermatozoïdes ni dans l’éjaculat ni dans la biopsie, présentent une azoospermie sécrétoire (FSH élevée par ailleurs). Ces patients étant éliminés de la cohorte un biais de sélection est inévitable, faussant certains résultats détaillés plus bas. Le volume testiculaire n’étant pas régulièrement renseigné, nous n’avons pas calculé de moyenne ni réalisé de comparaison statistique entre les différents groupes. Cependant, sur les quelques valeurs utilisable, il apparaît une baisse nette du volume testiculaire dans le groupe ayant une biopsie négative.

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3. Caractéristiques de la population:

Population d’intérêt Population générale

Nombre de couple pris en charge

Entre : 01/01/2013 et 31/10/2016

119 (au total) 80 (retenus pour l’étude)

1902

Nombre de cycle 177 2910

Age moyen Homme 39.8 ans (25-64) 40.2 ans

Age moyen Femme 32.9 ans (24-39) 34.5 ans

BMI moyen Homme 24.9 (15.49-36.57) 25.90

BMI moyen Femme 23.4 (17.63-36.2) 23.98

Tabac Homme (%) 27.73 % (n = 33) 24.50 % Tabac Femme (%) 35.29 % (n = 42) 13.92 % Cryptorchidie 31.09 % (n=37) 13.81 % Anomalie génétique (%) 8.04 % (n = 10) 0.6% Taux de Grossesse / Tentative 48.2 % 42% (résultats CMCO 2015 pour toutes ICSI confondues)

Taux de Grossesse / cycle 37.3 % 35%(résultats CMCO 2015

pour toutes ICSI confondues)

Les transferts d’embryons issus d’ICSI utilisant des spermatozoïdes d’origine testiculaire représentent 6% des actes réalisés au CMCO sur la période étudiée. Même si ce n’est pas l’activité principale du laboratoire, les ICSI(BT) font partie du paysage de l’AMP Strasbourgeoise.

On observe relativement peu d’écart entre la population générale et celle retenue pour l’étude.

46 A l’exception de trois points remarquables :

- L’âge moyen des femmes, de la population étudiée, lors de la prise en charge est de 2 années inférieures à l’âge de la population générale prise en charge au CMCO. La courbe ci-dessous montre une corrélation entre l’âge maternel et le taux de succès en cas de recours à l’AMP, plus l’âge maternel avance plus les chances de réussite en AMP sont minces. Cet effet est également largement décrit dans la littérature. (35)

- La fréquence des anomalies testiculaires est nettement supérieure dans le groupe d’intérêt (cryptorchidie pour la plus large majorité, mais aussi hypotrophie testiculaire et bien d’autre…),

- Les anomalies génétiques sont beaucoup plus fréquentes (47XXY, microdélétion de l’Y, Translocation t(13 ;14)…)

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4. Résultats de l’ICSI :

Les résultats de l’ICSI sont détaillés dans le tableau 1 si dessous :

Tableau 1

Nombres de cycles 177

Nombre d’ovocytes récoltés 1421

Nombre d’ovocytes injectés 418

Nombre d’ovocytes fécondés 238 (56.94%)

Moyenne d’embryons transférés 1.1

Nombre de grossesses 66 (37.3%)

Le taux de fécondation obtenu est honorable, d’après le tableau 2 (36) comparant divers études réalisées sur le sujet.

Le taux de grossesse par cycle est remarquablement élevé (37.3%), si on compare ce résultat à celui des groupe ayant une population statistiquement équivalente.

Retenons que les résultats du laboratoire de biologie de la reproduction du CMCO sont bons.

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5. Numération spermatique :

Numération n tentative n transfert n Grossesse %G/tentative %G/transfert

>2 M/ml 69 95 45 65,2 47,4

< 2 M/ml 61 73 19 31,1 26,02

Indéterminé 7 9 2 28,6 22,2

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Après extraction des données, 2 groupes d’individus se détachent. En effet, le taux de grossesse apparaît comme nettement meilleur lorsque la concentration en spermatozoïdes testiculaire dépasse les 2 millions de spécimens par millilitre de sperme (p<0.001).

Il s’agit de bornes choisies de manière à ce que les deux groupes soient comparables (nombre d’échantillons du groupe 1 statistiquement équivalent au nombre d’échantillons du groupe 2) et que la valeur soit simple à retenir.

Il faut noter qu’il s’agit de la numération spermatique avant congélation à -196°C.

Plus on a de spermatozoïdes dans le prélèvement de départ, plus on en retrouve après décongélation et plus la sélection du/des spermatozoïde(s) pour l’ICSI est simple et donc meilleur est le rendement.

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6. Mobilitée :

Trois groupes sont définis ici, plus de 1% de spermatozoïdes mobiles, moins de 1 % et mobilité indéterminée (non réalisée, non réalisable, absence de donnée…). Ce seuil de 1% a été fixé arbitrairement.

mobilité n tentative n cycle n grossesse %G/tentative %G/cycle

>1% 95 128 54 56,84 42,19

<ou=1% 36 41 8 22,22 19,5

indeterminé 6 8 4 66,7 50

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Ces chiffres sont en lien direct avec les résultats, obtenus au point précédent, concernant la

numération. Meilleure est la mobilité, meilleurs sont les taux de

réussite/fécondation/grossesse (z(%G/tentative)=3.54, OR = 4.6 et p < 0.001).

Les 2 catégories représentent, finalement, pour l’une les mobiles et pour l’autre ceux qui ne le sont pas.