Réalisé et soutenu par : Cyriaque Tossou KPEKOU
Page i REPUBLIQUE DU BENINMINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE
UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI
ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI Centre Autonome de Perfectionnement
Option : Analyses biomédicales
RAPPORT DE FIN DE FORMATION
POUR L’OBTENTION DU
DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE
Soutenu le 20/12/17
Thème : PRISE EN CHARGE BIOLOGIQUE DU PALUDISME A L’HOPITAL DE ZONE DE DASSA-ZOUME
Présenté et soutenu par : Cyriaque Tossou KPEKOU
Tutrice de stage : Lucrèce ATTEKPAMI Ingénieure des travaux en Analyses Biomédicales
Superviseur
:Dr Pascal S. ATCHADE
,PhD. Parasitologie – Mycologie – Physiopathologie – Médecines
Tropicales.
Maitre-Assistant des universités de CAMES
Président : Prof. AHOYO Théodora, Enseignante à l’EPAC Membre: Dr. DOUGNON Victorien, Enseignant à l’EPAC
Membre : Dr Pascal S. ATCHADE, Enseignant à l’EPAC
Réalisé et soutenu par : Cyriaque Tossou KPEKOU
Page iiDEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE(GBH)
DIRECTEUR : Pr SOUMANOU Mohamed
DIRECTEUR ADJOINT : Pr AHOUANNOU Clément
CHEF DU DEPARTEMENT : Dr ATCHADE S. Pascal
Réalisé et soutenu par : Cyriaque Tossou KPEKOU
Page iii LISTE DES ENSEIGNANTS DU DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIEHUMAINE(GBH)
OPTION: ANALYSES BIOMEDICALES N° NOM et Prénoms Matières enseignées
1 AGBANGNAN Pascal Méthodologie de la recherche
2 AHOYO Théodora Angèle Microbiologie médicale / Hygiène hospitalière 3 AKOWANOU Christian D. Physique
4 AKPOVI D. Casimir Physiologie humaine et Biochimie
5 ALAMOU Eric Bio statistique
6 ALITONOU Guy Chimie Organique
7 ANAGO Eugène Biochimie clinique
8 ATCHADE Pascal Parasitologie médicale appliquée-mycologie
9 AZON Fortuné Anglais
10 BANKOLE Honoré Bactériologie Appliquée 11 DOUGNON Victorin Méthodologie de recherche 12 HOUNSOSSOU Hubert Biométrie et Anatomie Générale 13 LOKO Frédéric Biochimie analytique
14 LOZES Evelyne Immunologie générale et immunopatologie 15 SEGBO Julien Biochimie structurale, biologie moléculaire 16 SENOU Maximin Anatomie Pathologie
17 FAH Lauris Histologie générale biochimie métabolique des glucides et Immuno-Hématologie
18
KLOTOE Jean Robert Santé et sécurité au laboratoire, Equipement biomédicaux, cytologie sanguine et hémostase 19
FANOU Brice Armand TP microbiologie médicale et assurance qualité, biologie médicale
20 VISSOH Ignace Mathématiques
21 YADOULETON Anges Entomologie Médicale
22 YOVO K. S. Paulin Physiologie Humaine, Pharmacologie et Toxicologie
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Page ivDEDICACE
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Page v A Dieu tout puissantBénis soit tu pour tes merveilles et tes grâces dont tu ne cesses de nous combler. C’est toi qui as guidé nos pas jusqu'à ce jour, Tu as veillé sur nous. Sois infiniment loué et remercié.
Réalisé et soutenu par : Cyriaque Tossou KPEKOU
Page viREMERCIEMENTS
Réalisé et soutenu par : Cyriaque Tossou KPEKOU
Page vii A mon très cher père KPEKOU ComlanTu as toujours sacrifié tes intérêts pour me donner un avenir et voici que tes efforts et tes sacrifices sont concluants. Aujourd’hui il m’est donné l’occasion de t’exprimer toute ma reconnaissance et tout mon attachement. Trouve en ce travail un réconfort moral et que Dieu te garde !
A ma mère KEDEDJI Marie
Tu as toujours été là pour moi, tu m’as donné un magnifique modèle de labeur et de persévérance. Le succès de tes enfants a toujours été ton véritable souci. Veuille trouvez ici toute ma reconnaissance et tout mon amour !
A mon Epouse ADJAHOSSOU O. Bernadette
Tu as toujours été là pour moi. A tes côtés je n’ai manqué de rien. Que Dieu comble tes attentes.
A mes frères, sœurs et amis (es)
Que ce travail soit le vôtre et que Dieu nous unit davantage.
A tout le personnel du laboratoire de l’hôpital de zone de Dassa Au Dr Pascal ATCHADE
Vous avez suscité en nous l'esprit de recherche et du travail bien fait grâce à votre rigueur scientifique. Malgré vos multiples occupations, vous avez été toujours présent et disponible durant ce travail. Puisse l'Eternel vous garder.
Aux autorités de l’EPAC
Chers professeurs, vous avez contribué très efficacement à notre formation universitaire.
Recevez ici le témoignage de notre profonde gratitude.
A tous mes camarades de promotion Bonne carrière !
A tous ceux qui de près ou de loin nous ont aidés dans la réalisation de cette modeste œuvre.
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Page viiiHOMMAGES
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Page ix A son excellence M. le président du juryEn acceptant de présider notre jury de soutenance de mémoire, vous nous faites un grand honneur. Par vos observations nous espérons améliorer ce travail, nous vous prions de croire en l’expression de notre profond respect.
Aux honorables membres du jury
Nous sommes très sensibles à l’honneur que vous nous faites en acceptant de juger ce travail. Vos suggestions et remarques ne feront qu’améliorer la qualité de ce travail et ouvrir de nouvelles voies de recherche dans ce domaine. Veuillez accepter l’expression de notre profonde gratitude.
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Page xRESUME ET
ABSTRACT
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Page xi RESUMELe paludisme est la première cause de morbidité au Bénin. Une étude transversale a été menée de 1er Juin à 31 Août 2017 pour établir la prévalence du paludisme et comment cette maladie est prise en charge à l’hôpital de zone de Dassa.
Tout patient consulté pour le paludisme bénéficie après l’examen clinique d’un TDR complété par une Goutte Epaisse plus Frottis Sanguins. Des examens exploratoires (NFS, CRP, Tx Hb, GB…..etc.) sont souvent demandés par les cliniciens. La chimio prophylaxie des femmes enceintes sont de plan du PNLP. De 1er Juin à 31 Août 2017, 434 GE ont été réalisées contre 434 TDR. 176 patients soit (40,6%) ont leur GE positive. Les TDR positifs s’élèvent à 251 (57,8%) .
De Juin à Août, le paludisme a une variation et la prévalence globale est de 57,8%
selon le TDR et 40,6% selon les résultats de GE.
ABSTRACT
Paludism is the first cause of morbidity to the Benign one. A cross-sectional study was undertaken from June 1 to August 31, 2017 to establish the prévalence of the paludism and how this disease is dealt with at the hospital of zone of Dassa.
Any patient consulted for paludism profits after the clinical examination from a TDR supplemented by a Thick Drop plus Blood Smears.Exploratory examinations (NFS, CRP, Tx Hb, GB...etc.)are often asked by the clinicians.The chimio disease prevention of the pregnant women are of plan of the PNLP. From June 1 to August 31, 2017, 434 GE were carried out against 434 TDR.176 patients is (40,6%) have their GE positive.The positive TDR amount to 251 (57,8%).
From June to August, paludism has a variation and the total prévalence is 57,8% according to the TDR and 40,6% according to results' of GE.
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Page xii LISTE DES ABREVIATIONS ET SIGLESOMS : Organisation Mondiale de la sante
SIDA: Syndrome de l’Immunodéficience Acquise TDR: Test de diagnostic Rapide
GE /DP Goutte Epaisse et Densité Parasitaire Z-C: Zou-Collines
AKOP: Amibes Kystes Œufs Parasites AgHBs: Antigène de surface de l’Hépatite B SDW: Séro Diagnostic de Widal
TPHA:Treponema Palludium Heamagglutination Assay HCV: Virus de l’Hépatite C
ECBU: Examen Cytobactériologique des Urines GS: Groupe Sanguin
Rh: Rhésus
EDTA: Eth²ylène Diamine Tetracetique µl: Micro litre
% : Pourcentage
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Page xiii LISTE DES FIGURESFigure1 : caractéristiques du P. falciparum sur frottis sanguin coloré au MGG………5
Figure2 : caractéristiques du P. vivax sur frottis sanguin coloré au MGG………..6
Figure3 : caractéristiques du P. ovale sur frottis sanguin coloré au MGG……….7
Figure4 : caractéristiques du P. malariae sur frottis sanguin coloré au MGG……….8
Figure 5: Diagramme du Cycle de vie du parasite du paludisme………...11
Figure 6 : Présence de trophozoïtes de plasmodium falciparum sur frottis coloré au MGG...15
Figure 7 : présence de trophozoïtes de Plasmodium falciparumsur GE Coloré au MGG…...16
Figure 8: point de GE /DP et TDR………..30
Figure 9 : la Prévalence mensuelle du paludisme………30
LISTE DES TABLEAUX Tableau I : Répartition des résultats de la goutte épaisse en fonction du sexe………29
Tableau II : Point de la demande en GE et TDR de Juin en Aout 2017………29
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Page 1INTRODUCTION
Le paludisme encore appelé malariae est une maladie parasitaire, due à un hématozoaire du genre Plasmodium et qui sévit dans la plupart des pays tropicaux [1]. C’est une érythrocytopathie fébrile provoquée par des protozoaires du genre Plasmodium et transmise par la piqûre d’un insecte vecteur, l’Anophèle femelle [2]. Il existe cinq agents pathogènes du paludisme. Le paludisme à Plasmodium falciparum est la forme la plus répandue. Avec 90%
des décès, l’Afrique est le continent le plus touché par le paludisme. Différents classes de médicaments sont disponibles contre la malariae [3]. Malheureusement, certains de ces produits sont devenus inefficaces en raison des résistances. Récemment, P. knowlesi, espèce proche de P. malariae connue antérieurement chez le singe est rapportée à l'homme en Asie du Sud-Est [4]. Malgré l’existence de moyens de prévention et de traitement, on estime à environ un million de nombre de personnes qui décèdent des suites de cette maladie chaque année dans le monde. On relève chaque jour plus de 3.000 cas de décès d’enfants dus au paludisme [8]. Au Bénin, le paludisme à lui seul représente 34% des motifs de consultation et constitue la première cause des soins. Plusieurs modes de transmission ont été décrits : piqûre par les moustiques parasités; transfusion de sang total ou de concentré de globules rouges parasités et transmission materno-fœtale. C’est surtout la tranche d’âge de moins de 5ans qui est la plus touchée par cette affection. A travers le Programme National de la Lutte contre le Paludisme (PNLP) l’état Béninois prend en charge le paludisme chez les enfants de moins de cinq ans et les femmes enceintes dans les hôpitaux. C’est dans cette optique que notre travail sur la prise en charge biologique du paludisme est faire à l’hôpital de zone de Dassa.
Les objectifs visés par ce travail sont :
Objectif général : Etablir la prévalence du paludisme à l’hôpital de zone de Dassa-Zoumé.
Objectifs spécifiques
- Inventorier les méthodes utilisées pour la prise en charge biologique du paludisme à l’hôpital de zone de Dassa-Zoumé.
- Répertorier les pratiques de prestataires de soins au cours de la prise en charge du paludisme à l’hôpital de zone de Dassa-Zoumé.
Le développement de ce document est structuré en une première partie sur la synthèse bibliographique. La deuxième partie traite du matériel et méthodes. Enfin la troisième partie est consacrée aux résultats et commentaires.
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Page 2Première partie :
SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
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Page 3 1.1 HISTORIQUELe paludisme est une maladie connue depuis l’antiquité. La première description de ce qui pourrait avoir été un accès palustre remonte à l’empereur de Chine Huang Ti qui vécu vers les années 2700 avant Jésus-Christ [10]. Hippocrate, parlant de “fièvres atrabilaires" (à la bile noire) décrit avec précision les accès fébriles de paludisme en fièvre tierce et fièvre quarte au V ème siècle avant Jésus-Christ [11]. Les capacités morbides et meurtrières du paludisme étaient déjà très connues. Napoléon y fit recours pour défaire sur l’île marécageuse de Walcheren une expédition militaire anglaise de 39.000 hommes qui connut près de 26.000 malades avec 3.060 décès suite à la fièvre entre le 30 juillet et le 09 décembre 1809 [12].
1.2 AGENT PATHOGENE
Le paludisme est dû au développement intra-érythrocytaire d’un hématozoaire du genre Plasmodium. Dans sa note de huit pages adressée à l’Académie de Médecine du 23 novembre 1880, mais réduite à 12 lignes par le présentateur, sur ses observations faites en 1878 à l’hôpital de Bône en Algérie, Alphonse Laveran avait donné pour la première fois une description d’un des stades évolutifs du parasite du paludisme [9]. Ce parasite comporte plus de 140 espèces qui infestent les mammifères, les reptiles et les oiseaux [11].
1.2.1. Plasmodium falciparum
Dans les régions équatoriales, il est transmis toute l’année avec cependant des recrudescences saisonnières. Dans les régions sub-tropicales, il ne survient qu’en période chaude et humide. Sa transmission s’interrompt lorsque la température tombe en dessous de 18°C. Cela explique aussi que, quelle que soit la latitude, le paludisme n’est plus transmis en altitude (au-dessus de 1500 mètres en Afrique et 2500 mètres en Amérique et en Asie) [3].
L’évolution se fait d’un seul tenant après une incubation de 7 à 12 jours. On n’observe pas de rechutes tardives comme avec les autres espèces. Plus de 90% des accès palustres à P.
falciparum surviennent dans les 2 mois qui suivent le retour du pays d’endémie [2]. P.
falciparum est responsable des formes cliniques graves, notamment du neuro paludisme. C’est l’espèce la plus fréquemment observée en France, responsable de plus de 80 % des paludismes dit ≪ d’importation ≫, c’est à dire contractés en zone d’endémie. Le parasite se présente sous divers formes sur un frottis mince coloré au MGG (figure1)
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Page 4 Figure 1: caractéristiques du P. falciparum sur frottis sanguin coloré au MGG [2].1.2.2. Plasmodium vivax
Très largement répandu en Amérique du Sud et en Asie, il est beaucoup plus rarement observe en Afrique.
Les érythrocytes du groupe sanguin Duffy négatif (observe chez la majorité des sujets originaires d’Afrique de l’Ouest) ne possèdent pas le récepteur membranaire nécessaire à l’infection par P. vivax. Sa transmission s’arrête en dessous de 15°. Sa période d’incubation est de 11 à 13 jours, mais on peut observer des rechutes (accès de reviviscence) pendant 3 à 4 ans. L’affection par P. vivax est classiquement considérée comme bénigne (fièvre tierce bénigne, c’est-à-dire due à un cycle érythrocytaire de 48 heures) mais en zone d’endémie il peut avoir des répercussions graves sur l’état de santé des populations, notamment par l’intermédiaire des anémies chez l’enfant. De plus on commence à voir surgir quelques résistances médicamenteuses à P. vivax à la chloroquine. Le diagnostic de certitude repose sur la découverte de l’une des différentes formes, du parasite sur frottis sanguin coloré au MGG (figure 2).
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Page 5 Figure 2 : caractéristiques du P. vivax sur frottis sanguin coloré au MGG [2].1.2.3. Plasmodium ovale
Il sévit en Afrique intertropicale du Centre et de l’Ouest (et dans certaines régions du Pacifique) et provoque une fièvre tierce bénigne, comme P. vivax dont il est très proche. Son incubation est de 15 jours au minimum mais peut-être beaucoup plus longue, jusqu’à 4 ans.
Son évolution est bénigne mais on peut observer, comme avec P. vivax, des rechutes tardives.
Schématiquement on dit que P. ovale remplace P. vivax là ou cette dernière espèce n’existe pas (figure 3).
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Page 6 Figure 3 : caractéristiques du P. ovale sur frottis sanguin coloré au MGG [2].1.2.4. Plasmodium malariae
Il sévit sur les trois continents, de manière beaucoup plus sporadique. Il se différencie des autres espèces par une incubation plus longue (15 à 21 jours), par une périodicité différente de la fièvre (cycle érythrocytaire de 72 heures responsable d’une fièvre quarte) et surtout par sa capacité à entrainer des reviviscences très tardives (jusqu’à 20 ans après le retour de la zone d’endémie). Les mécanismes physiopathologiques responsables de ces reviviscences tardives ne sont pas totalement élucides, certains évoquent la présence de mérozoïtes latents dans les voies lymphatiques. L’infection est bénigne mais P. malariae peut parfois entrainer des complications rénales. Ces caractéristiques parasitologiques sont représentées sur la figure 4
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Page 7 Figure 4 : caractéristiques du P. malariae sur frottis sanguin coloré au MGG [2].
1.2.5. Plasmodium knowlesi
Il sévit en Asie du Sud-Est (particulièrement en Malaisie, à Bornéo), en zone forestière car il est étroitement lié à la répartition des singes macaques, son hôte habituel, et de son vecteur piquant l’homme. Il est morphologiquement proche de P. malariae. Il se différencie des autres espèces par un cycle érythrocytaire de 24 heures responsable d'une fièvre quotidienne.
Il existe de rares formes graves, voire mortelles, avec forte parasitémie. A ce jour aucune chimiorésistance n'a été observée pour cette espèce.
1.3 AGENTS VECTEURS
Les vecteurs du paludisme sont des moustiques anophèles femelles. Ce sont des arthropodes de la classe des insectes, de l’ordre des Diptères nématocères, de la famille des Culicidae, de la sous famille des Anophelinae, et du genre Anophèles. Le vecteur majeur au Bénin est Anophèle. On décrit plus de 400 espèces dont une vingtaine peut transmettre la maladie. Les vecteurs majeurs de transmission au Bénin sont : Anophèles gambiae, Anophèles funestus et anophèles nili.
La femelle n’est fécondée qu’une fois toute sa vie. Les œufs ne deviennent matures qu’après un repas de sang. La longévité moyenne des vecteurs est de 3 à 4 semaines. On appelle cycle gonotrophique la succession des activités suivantes de l’anophèle :
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Page 8 Recherche de l’hôte par la femelle fécondée pour son premier repas de sang. La piqure est prurigineuse et peut entrainer des lésions de grattage ;
La maturation des œufs ;
Recherche du lieu de ponts par la femelle. Les œufs au nombre de 150 à 400 par ponte sont déposés isolement. L’éclosion se fait généralement en 24 à 48 heures après, si la température est favorable [23].
1.4 CYCLE DES PLASMODIES PARASITES DE L’HOMME 1.4.1- Cycle chez l’Anophèle vecteur
Lors d’un repas sanguin sur un individu infecté, l’Anophèle femelle ingère des gamétocytes, à potentiel sexuel mâle ou femelle. Ceux-ci parviennent dans l'estomac du moustique et se transforment en gamètes. Le gamète mâle subit un processus d'ex flagellation à la suite duquel les gamètes femelles sont fécondés. Il en résulte un zygote appelé ookinète ; celui-ci s'implante sous la paroi stomacale en formant l'oocyste. Cette brève phase diploïde s’achève par une division méiotique et est suivi par plusieurs milliers de mitoses qui conduisent au développement de sporozoïtes. L'éclatement de l'oocyste libère ces éléments mobiles et haploïdes dans l’hémolymphe. Les sporozoïtes gagnent préférentiellement les glandes salivaires du moustique d'où ils pourront être injectés avec la salive lors d'une piqûre infestante (figure 5). Chez le moustique, l'ensemble de ce cycle se déroule en 10 à 40 jours, suivant la température extérieure et les espèces en cause (figure 5).
1.4.2 Cycle chez l’homme
1.4.2.1 Cycle exoérythrocytaire:
Au cours de la piqûre, l’Anophèle femelle infectée injecte dans un capillaire des sporozoïtes. Il est à noter que moins de 20% des piqûres de moustiques contenant des sporozoïtes dans leurs glandes salivaires sont responsables d'infections en zone d’endémie.
Les sporozoïtes transitent dans la circulation générale et, en quelques minutes, ils envahissent les hépatocytes grâce à une interaction spécifique entre la protéine majeure de surface du sporozoïte et un récepteur spécifique situé sur la membrane plasmique de l'hépatocyte du côté de l'espace de Disse, espace directement en contact avec le sang circulant.
Le sporozoïte entre alors dans une phase de réplication, au sein de la vacuole parasitophore, et de prolifération intracellulaire qui repousse en périphérie le noyau de la cellule et finit par constituer une masse multinucléée appelée schizonte qui conduit à la libération de plusieurs dizaines de milliers de mérozoïtes dans la circulation. Cette phase de
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Page 9 multiplication est asymptomatique et dure de 8 à 15 jours, selon les espèces. Contrairement à P. vivax, P. falciparum ne possède pas de formes de persistance hépatique ou hypnozoïtes (figure 5).1.4.2.2 Cycle intra-érythrocytaire:
Seule cette phase sanguine est responsable des symptômes qui peuvent être d'intensité variable. Les mérozoïtes libérés lors de la rupture de l'hépatocyte vont débuter le cycle sanguin asexué de prolifération de P. falciparum en infectant les érythrocytes. Le mérozoïtes pénètre grâce à un processus parasitaire actif et se différencie au sein de la vacuole parasitophore en anneau, puis en trophozoïte, stade à partir duquel une intense phase réplicative commence. Il donne alors naissance au schizonte, celui-ci après segmentation montre une forme caractéristique de rosace, puis libère 8 à 32 mérozoïtes qui rapidement réinfectent des érythrocytes sains. L'ensemble de ce cycle dure 48 heures chez P. falciparum (figure5).
L'apparition des gamétocytes à lieu en général la deuxième semaine qui suit l'infection et ces formes peuvent persister plusieurs semaines après la guérison. A la suite d'une nouvelle piqûre par une Anophèle, les gamétocytes mâles et femelles (au dimorphisme sexuel marqué) sont ingérés avec le repas sanguin.
Il est important de noter que l’érythrocyte, ne possédant pas de système de synthèse et de transport des protéines et n’exprimant pas de molécules du MHC de classe I ou II à sa surface, est un refuge idéal pour un parasite qui doit perdurer de longues périodes chez son hôte, afin d’être transmis au moustique (figure 5). Toutes ses étapes sont illustrées par la figure 5 ci-après :
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Page 10Figure 5:
Diagramme du Cycle de vie du parasite du paludisme [14]1.5. MODES DE CONTAMINATION DU PALUDISME 1.5.1 Contamination par le vecteur
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Page 11 Le paludisme est transmis exclusivement par les piqûres de moustiques Anophèles femelles. L’intensité de la transmission dépend de facteurs liés au parasite, au vecteur, à l’hôte humain et à l’environnement.Une vingtaine d’espèces anophèles différentes sont présentes localement en quantités importantes à travers le monde. Toutes les espèces importantes de vecteurs piquent la nuit.
Les Anophèles se reproduisent dans l’eau et chaque espèce a ses préférences; certaines par exemple préfèrent l’eau douce de faible profondeur comme les flaques, les rizières et les empreintes laissées par les sabots d’animaux.
La transmission est plus intense aux endroits où les espèces de vecteurs ont une durée de vie relativement longue (ce qui permet au parasite de compléter son cycle de développement à l’intérieur du moustique) et piquent plutôt les êtres humains que les animaux. Par exemple, la longue durée de vie et la forte préférence pour l’homme des espèces africaines de vecteurs expliquent que près de 90% des décès par paludisme enregistrés dans le monde surviennent en Afrique.
La transmission dépend aussi des conditions climatiques qui peuvent influencer sur l’abondance et la survie des moustiques, telles que le régime des précipitations, la température et l’humidité. À beaucoup d’endroits, la transmission est saisonnière avec un pic pendant ou juste après la saison des pluies. Des épidémies de paludisme peuvent survenir lorsque le climat et d’autres conditions favorisent soudainement la transmission dans des régions où les populations sont peu ou ne sont pas immunisées. Elles peuvent aussi survenir lorsque des personnes faiblement immunisées se déplacent vers des régions de transmission intense, par exemple pour trouver du travail ou en tant que réfugiés.
L’immunité humaine est un autre facteur important, en particulier chez les adultes dans les zones de transmission modérée ou intense. L’immunité se développe après des années d’exposition et, bien qu’elle ne confère jamais une protection totale, elle réduit le risque que l’infection palustre cause des troubles sévères. C’est la raison pour laquelle la plupart des décès par paludisme en Afrique surviennent chez de jeunes enfants, tandis que, dans les zones de faible transmission et où la population est peu immunisée, tous les groupes d’âge sont exposés.
1.5.2. Contamination par voie placentaire
La malaria de la femme enceinte : le placenta peut être infecté par le parasite qui réduit la perfusion du fœtus et peut freiner sa croissance et entrainer un poids réduit à la naissance surtout s’il s’agit de la première grossesse.
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Page 12 Les formes à grandes quantité de parasites consomment le sucre de la mère, baisse le taux de sucre dans le sang et entrainent des fièvres élevés.Cette pauvreté en sucre peut s’accompagner d’une mort de fœtus dans l’utérus ou provoquée des contractions musculaire qui peuvent expulser le produit de conception et entrainer de avortement ou des accouchements prématuré.
Dans 5 pourcent des cas, les parasites passent dans le sang du fœtus et provoque un paludisme à la naissance (paludisme congénital) La malaria de l’enfant : elle est responsable de 1 à 3 millions de décès annuel, principalement en Afrique Saharienne.
Elle se manifeste essentiellement par des convulsions fébriles pouvant aller jusqu’au coma, une baisse du sucre dans le sang et une anémie sévère.
Heureusement, dans cette forme, le traitement est rapidement efficace.
1.6 MANIFESTATION PHYSIOLOGIQUES DU PALUDISME 1.6.1 Accès palustre simple
L’accès palustre est une crise du paludisme très caractéristique et très violente. Il survient chez les personnes revenant d’un pays où sévit le paludisme, ou bien vivant dans un pays où sévit le paludisme. Il s’agit d’une crise qui survient soit d’emblée, soit à la suite de la primo-invasion, et à une distance très variable de celle-ci (de 10 jours à plusieurs mois). La crise est très caractéristique et assez impressionnante : frissons intenses, avec claquement de dents et tremblement, sensation de froid intérieur malgré la chaleur ambiante. Puis survient une fièvre élevée (39°5-40°5) qui contraste avec cette impression de froid, avec une sensation de chaleur intense et une peau brulante.
Enfin, surviennent des sueurs très abondantes avec grande fatigue qui signent la fin de la crise.
La crise : elle dure environ 4 à 6 heures. La température se normalise puis la même crise peut revenir parfois 2 à 3 jours plus tard (tout dépend du type de parasite). On parle alors de fièvre tierce ou fièvre quarte. L’appel à un médecin est indispensable
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Page 13 1.6.2. Paludisme cérébral ou neuro paludismeTableau clinique
• La fièvre (37,5 - 41 °C) est en général le premier symptôme du neuropaludisme chez l’enfant ; suivent ensuite, un refus de s’alimenter et de boire. Les vomissements et la toux sont fréquents, la diarrhée rare.
• La période symptomatique précédant le coma peut être de courte durée : un a deux jours en général.
• Chez l’enfant, la perte de conscience après des convulsions fébriles ne conduit à envisager le neuropaludisme que si le coma persiste plus de 30 minutes après la crise convulsive.
• La profondeur du coma peut être évaluée avec l’échelle pédiatrique des états comateux en observant la réaction à des stimuli vocaux ou douloureux standardises (en frottant les articulations des doigts sur le sternum de l’enfant ; en l’absence de réponse, presser fermement sur la racine de l’ongle du pouce au moyen d’un crayon tenu horizontalement).
L’état de prostration est un signe courant du paludisme grave (figure 6). Les enfants dans cet état doivent être étroitement surveillés et recevoir un traitement antipaludique par voie parentérale.
1.7. DIAGNOSTIC DU PALUDISME 1.7.1 Examen clinique
L’incubation est en moyenne de 15 jours. Un accès simple est observé dans plus de 90
% des cas. Les premiers symptômes surviennent au minimum 7 jours après la piqure, parfois plusieurs mois plus tard. La fièvre est progressivement croissante, mal supportée, résistante aux antipyrétiques, accompagnée de céphalées, d’un syndrome pseudo-grippal, de vomissements et troubles digestifs. Le paludisme sévère est défini par une aggravation rapide de l’état du patient, avec souffrance cérébrale, atteinte pulmonaire, défaillance multi viscérale.
Le neuro paludisme est caractérisé par des troubles neurologiques puis un coma, nécessitant un transfert rapide en réanimation et associé à une mortalité élevée si la mise en place du traitement est retardée.
1.7.2 Examen sanguin au microscope
Aucun élément du tableau clinique du paludisme n'est spécifique de l'infection. Il est donc important de confirmer le diagnostic par la mise en évidence de ces hématozoaires
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Page 14 (figure7). Le prélèvement doit être fait immédiatement sans attendre un frisson ou un pic thermique. Ce diagnostic repose sur la mise en évidence du parasite par l’examen microscopique d’un frottis de sang (figure 7). Cette technique de référence permet d’établir un diagnostic d’espèce et d’évaluer la parasitémie. D’autres techniques plus rapides sont fréquemment associées au frottis mince : la goutte épaisse (GE), ou des techniques plus récentes. La sérologie n’a pas sa place dans le diagnostic biologique d’un accès palustre ses principales indications sont la prévention du paludisme transfusionnel et la séroepidémiologie du paludisme.Figure 6 : Présence de trophozoïtes de plasmodium falciparum sur frottis coloré au MGG Les jeunes trophozoïtes de P. falciparum ont l’aspect d’une bague à chaton. Leur diamètre est égal ou inférieur au tiers de l’hématie dont la forme n’est pas modifiée. Ils sont tricolores : cytoplasme bleu, vacuole blanche, noyau rouge.
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Page 15 Figure 7 : présence de trophozoïtes de Plasmodium falciparum sur GE Coloré au MGG 1.7.3 Tests de diagnostic rapide : TDRDétection d’Antigènes palustres par tests de diagnostic rapide (TDR)
Plusieurs tests de ce type sont commercialisés. Ils reposent sur le principe de l’immunochromatographie en utilisant des bandelettes sensibilisées par des anticorps monoclonaux spécifiques détectant des antigènes plasmodiaux [15]. Ils sont réalisés avec une goutte de sang déposée sur une bandelette et ne nécessitent aucun appareillage.
*Détection de l’Ag histidine rich protein 2 (HRP2) : cette glycoprotéine spécifique de l’espèce P. falciparum est produite par tous les stades érythrocytaires asexués du parasite.
Plusieurs tests sont disponibles dont le ParaSight et l’ICT Malaria Pf test [14]. Ces tests sont crédités d’une sensibilité supérieure à 96% par rapport aux techniques microscopiques classiques, lorsque la parasitémie évaluée sur la GE est supérieure à 100 parasites/μl [14].
Leurs seuils de détection varient de 100 à 300 parasites/μl [15]. La persistance de l’antigénémie après guérison et la monospécificité vis-à-vis de P. falciparum constituent les inconvénients majeurs de ces tests. Des faux positifs ont été également associés à des réactions croisées avec les facteurs rhumatoïdes [16]. Les faux négatifs sont possibles et seraient dus à des mutations du gène codant pour l’HRP2 ou à la présence d’anticorps anti HRP2 [17].
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Page 16*Détection de lactate déshydrogénase parasitaire (LDH) : c’est une enzyme glycolytique qui présente l’avantage d’être communes aux 4 espèces Plasmodiales, détectées à tous les stades sexués et asexués du parasite. Plusieurs tests sont actuellement disponibles comme le test Optimal-It (Diamed, Suisse) [14]. Les TDR à base LDH ont un seuil de détection identique à celui de l’HRP2, leur clairance est par contre plus rapide faisant qu’ils ne persistent pas dans le sang après disparition du Plasmodium, d’où leur intérêt dans la surveillance des patients traités [18]. De plus leur positivité, signe la présence du parasite.
Les TDR sont d’exécution rapide et de lecture facile pouvant être réalisés par un personnel moyennement formé. Ils sont indiqués particulièrement dans les structures non spécialisées lorsque l’examen microscopique n’est pas disponible [19].
Leurs performances dépendent essentiellement de la parasitémie. Ils sont également moins performants avec les espèces autres que P. falciparum, particulièrement P. ovale [20].
Les TDR doivent être considérés comme un complément des autres méthodes diagnostiques.
Leurs résultats doivent être vérifiés et complétés si possible par l’examen microscopique.
Leur positivité permet une prise en charge adéquate et rapide des patients. En revanche, leur négativité ne doit pas écarter le diagnostic positif de paludisme [21].
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Page 17Deuxième partie :
MATERIEL ET METHODES
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Page 18 2-1 CADRE DE TRAVAILCréée suite à l’arrêté N°6023/MSP/DC/SGM/CADZS du 14 Décembre 1998 réorganisant la base de la pyramide sanitaire en zone, l’hôpital de zone de DASSA est issu de la réhabilitation du centre de santé de la commune (CSC) de DASSA et de centre de santé de GLAZOUE. Cette réhabilitation est l’œuvre du financement du programme socio-sanitaire SUISSE et du Budget national. L’hôpital de zone de DASSA est situé dans la commune de DASSA dans le département des collines plus précisément dans le quartier AYEDERO. Il fait corps avec le CSCU et est limité au Nord par le CEG1 de la ville. Son actuel Directeur est le Dr Jacques Aubin KOTCHOFA
Le laboratoire de ce centre est situé à gauche après l’entrée principale de l’hôpital.
2.2 Présentation et organisation du laboratoire de l’hôpital de zone de Dassa Le laboratoire est situé à gauche après l’entrée principale de l’hôpital.
C’est un laboratoire pluridisciplinaire composé de quatre salles :
• Une salle de prélèvement ;
• Une salle de manipulation abritant également la banque de sang ;
• Une salle de garde et
• Une toilette
Des sections, il y a : bactériologie, parasitologie, hématologie, sérologie, immunohématologie et la biochimie.
Pour notre étude, c’est la section parasitologie qui a été utilisé.
2-3. MATERIELS
Les matériels utilisés au laboratoire pour la réalisation de notre travail : 2-3-1. Matériels du laboratoire
Les matériels utilisés pour notre étude sont :
Lame
Lamelle
Microscope
Crayon
Marqueur
Portoir
Tube EDTA
Éprouvette de 50 ml
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Page 19 Pipette en verre de 5 ml
Poire en caoutchouc
Bac à coloration
Agitateur
Pinces à lame
Râtelier à lames
Minuterie
2.3-2 Réactifs
Le méthanol
GIEMSA
Eau tamponnée
Sel : Na2 HPO4 ,2H2O; KP2PO4
Eau distillée
Eau du robinet ou de pluie 2-3-3 Echantillonnage
Notre étude a pris en compte 434 clients.
2.4. METHODES
2.4.1 Prise en charge biologique du paludisme
Elle consiste à réaliser le TDR et GE/DP chez tous les patients
2.4.2. Diagnostic microscopique direct par frottis sanguin et goutte épaisse
L’examen microscopique certifie le diagnostic du paludisme en mettant en évidence le parasite dans le sang circulant. Il doit être réalisé avant tout traitement antipaludique et immédiatement sans attendre un pic thermique.
Le sang est recueilli par ponction veineuse sur tube contenant un anticoagulant (EDTA) ce qui permet de multiplier les techniques diagnostiques avec le même prélèvement.
L’examen microscopique du FS et la GE est la technique de référence préconisée par l’OMS (Gold Standard). Il a une bonne sensibilité et une bonne spécificité pour la détection du Plasmodium. Il permet un diagnostic rapide et un contrôle de l’efficacité du traitement antipaludique par le suivi de la parasitémie. C’est un examen peu coûteux en moyens et en réactifs et demeure la technique la plus utilisée. Cependant, ses performances en termes de
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Page 20 sensibilité et de fiabilité dépendent directement de l’expérience du microscopiste et du niveau de la parasitémie du sujet infecté. Le FS permet également d’identifier l’espèce Plasmodiales en cause à partir des critères morphologiques des parasites et des hématies parasitées. Ceci est essentiel d’une part pour juger de l’évolution potentielle et de la gravité de la maladie et d’autre part pour instaurer le traitement adéquat. L’infection à P. falciparum étant particulièrement recherchée car elle peut donner des complications graves et s’accompagner d’éventuelles résistances au traitement. Par ailleurs, l’identification de P. ovale ou P. vivax impose un traitement associé pour prévenir les rechutes liées aux hypnozoïtes intrahépatiques de ces espèces. Le FS permet en outre, de calculer la parasitémie, exprimée en pourcentage d’hématies parasitées, très utile en cas d’infection par P. falciparum.Pour notre étude, nous avons réalisé la GE et le frottis sur une même lame.
Un prélèvement capillaire et par ponction veineuse au pli du coude a été effectué sur tous les patients par la technique ci-après :
Après avoir apprêté le matériel, nous installons le patient. Le garrot est ensuite attaché à son bras et nous identifions la veine à piquer. A l’aide d’un coton imbibé d’alcool iodé, nous désinfectons la peau à l’endroit choisi pour la piqûre. Nous adaptons l’aiguille au tube EDTA le biseau tourné vers le haut et nous l’enfonçons dans la veine choisie. Pour les cas de la pédiatrie ou les malades hospitalisés, le prélèvement est fait par le personnel de garde et acheminé au laboratoire par le garde malade après avoir prendre par la caisse.
2.4.3 Confection du frottis et de la goutte épaisse sur une même lame
La confection du frottis sanguin et de la goutte épaisse sur une même lame se faire de la manière suivante:
- Homogénéiser par retournement délicate du tube de prélèvement ;
- Prélever les gouttes à l’aide d’une pipette Pasteur, d’une micropipette ou de l’une des extrémités de la lame rodée ou de la lamelle ;
- Déposer la goutte (environ 2µL) de sang qui doit servir à la réalisation du frottis sanguin au milieu de la lame ;
- Déposer celle de la GE (environ 5µL) à environ 1cm du bord de la lame et à 1cm de la goutte du frottis ;
- Poser la lame portant les gouttes sur une surface plane.
Confection du frottis sanguin
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Page 21 - Utiliser une lamelle pour étaler ;- Incliner la lamelle à 45° au contact de la première goutte de sang déposée au milieu de la lame ( attendre que le sang se répartisse sur toute la largeur de la lamelle servant à l’étalement) ;
- Tirer d’un geste uniforme et continu le frottis jusqu’à l’épuisement de la goutte de sang.
Confection de la goutte épaisse
- Utiliser le coin de la lamelle qui a servi à confectionner le frottis sanguin ;
- Etaler en partant du milieu de la deuxième goutte de sang par au plus 6 mouvements circulaires continus en spirale pour obtenir une couche épaisse et uniforme ayant à peu près 1cm de diamètre.
Séchage et identification
- Laisser la lame confectionnée à plat, horizontalement sur la paillasse ou sur un plateau à lames ou sur un râtelier pour permettre un séchage uniforme ;
- Identifier la lame en inscrivant sur la base du frottis sanguin séchée les initiales ou le code du malade ainsi que la date.
2.4-4 Coloration des lames du frottis et de la goutte épaisse
Fixation du frottis
- Plonger deux à trois fois le frottis mince dans un bocal contenant le méthanol en évitant son contact avec la GE ;
- Retirer le frottis ;
- Disposer la lame sur un râtelier avec le frottis orienté vers le bas ; - Laisser sécher à la température du laboratoire ;
Déshémoglobinisations de la goutte épaisse
- Tremper la partie de la lame portant la GE dans de l’eau pendant deux à trois minutes ;
- Retirer la lame ; - Egoutter la lame ;
- Laisser sécher la lame à la température du laboratoire.
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Page 22 La préparation de l’eau tamponnée Pour préparer l’eau tamponnée il faut :
-Peser les deux types de sel de phosphate (Na2HPO4 3,76g, KH2PO4 2,1g)
-et les dissoudre dans une quantité d’eau distillée de manière à les transvaser dans une fiole jaugée de 1 litre
-effectuer plusieurs rinçage des béchers ayant servis aux pesées afin de transférer la totalité des quantités qui ont été pesées
-agiter pour bien mélanger puis transvaser dans un grand bécher pour faire un contrôle du pH à l’aide d’un pH-mètre
Il est important de vérifier le pH de l’eau tamponnée avant de l’utiliser.
Pour rectifier le pH il faut ajouter de petite quantité de l’une ou l’autre des solutions concentrées : la solution de Na2HPO4 à 2%, si le pH est inférieur à 7,2 (trop acide) et la solution de KH2PO4, si le pH est supérieur à 7,2(trop basique).
L’eau tamponnée se conserve difficilement, elle doit être préparée extemporanément.
Dilution à 3%
Elle consiste à faire le mélange de trois(3) volumes de solution mère de Giemsa pour quatre- vingt-dix-sept(97) volumes d’eau tamponnée à pH=7,2, dans une éprouvette.
Coloration Mode opératoire
- Déposer les lames confectionnées sur les supports ;
- Prélever à l’aide d’une pipette jetable la solution de Giemsa diluée à 3%;
- Couvrir toutes les lames avec la solution préparée (faire couler par un jet lent à partir du frottis) ;
- Mettre en marche la minuterie ; - Laisser agir pendant 30 à 35 minute;
- Faire couler l’eau propre contenue dans une pissette par un jet lent à partir du frottis pour faire partir le colorant ;
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Page 23 - Egoutter les lames sur un râtelier (à défaut égoutter la lame sur du papier essuie-touten la maintenant inclinée contre un support), la GE orientée vers le haut ; - Laisser sécher sur un râtelier à la température du laboratoire.
Lecture et calcul de la DP - Mettre la lame sur la platine ;
- Faire la mise au point à l’objectif X10 ;
- Rechercher toujours à l’objectif X10, une partie bien colorée de la GE et du FS, sans dépôt de colorant et riche en cellules séparées les unes à côté des autres ;
- Déposer une goutte d’huile à immersion sur l’étalement ; - Passer à l’objectif X100 ;
- Procéder à l’identification correcte de l’espèce Plasmodiales sur le frottis sanguin si la goutte épaisse est positive.
Détermination de la densité parasitaire
La détermination de la densité parasitaire consiste à compter dans chaque champ microscopique, les parasites et les leucocytes lorsqu’on ait sur GE. Le nombre de leucocytes à compter varie entre 200 et 500 selon les cas suivants :
- Après avoir compté 200 leucocytes, si le nombre de parasites comptés est supérieur ou égal à 100, la lecture s’arrête et on calcule la densité parasitaire ;
- Par contre après 200 leucocytes, si le nombre de parasites comptés est inférieur à 100, il faut continuer jusqu’à 500 leucocytes avant de calculer la densité parasitaire ;
- Si aucun trophozoïte n’est retrouvé, il faut parcourir 100 champs ou compter 1000 leucocytes microscopiques sur la lame de GE avant de la déclarer négative ;
- Inscrire le résultat obtenu dans le cahier de paillasse ; - Calculer la densité parasitaire selon la formule suivante :
mm3
Après on passe à l’identification morphologique de parasite sur le frottis sanguin
Libellé des résultats Cas de résultats positifs
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Page 24 Présence de trophozoïtes de Plasmodium …… (Espèce)DP = …………. Parasites/ µL
2-4-5 Prise en charge du paludisme à l’hôpital de zone de Dassa 2-4-5-1 Attitude des prestataires de soins
Pour chaque patient dès son arrivé pour les soins, bénéficie d’un TDR après l’accueil, l’examen physique et l’interrogatoire par l’infirmier(è) de garde. Souvent, c’est les cas de références qui sont et reçus c’est donc la raison du nom hôpital de zone de référence de la commune de Dassa Ŕ Glazoué. Les examens biologiques s’ensuivent.
2-4-5-2 Les examens biologiques
Retenons que le taux d’hémoglobine (Tx Hb), le nombre des globules blancs (NB), la goutte épaisse / densité parasitaire (GE/DP), le groupage sanguin rhésus (GS-Rh), la protéine C réactive (CRP), la Glycémie sont souvent demandés pour la prise en charge du paludisme.
2-4-5-3 Le traitement
Apres les bilans, s’il y a anémie, on corrige par la transfusion sanguine, l’hypoglycémie aussi est corrigée s’il en existe. Le paludisme grave est traité avec la perfusion de quinine au cas où il n’y a pas d’hémolyse et ou l’ictère. Apres la perfusion, la voie parentérale est prescrite et le bilan de contrôle est réalisé puis un rendez-vous est donné par le soignant. Dans les contextes de transmission modérée à forte, les femmes enceintes, et en particulier les primigestes, présentent une plus grande susceptibilité à l’anémie sévère, mais les autres manifestations du paludisme grave sont inhabituelles. L’infection palustre est souvent chez elles asymptomatique et peut passer inaperçue car les frottis/gouttes épaisses de sang périphérique peuvent rester négatifs. Chez les femmes enceintes non immunisées, le risque de forme grave du paludisme à Plasmodium falciparum est augmenté. Les autres signes évocateurs de pathologie grave pour ces femmes, tels que la perte de conscience ou les convulsions, ont une plus grande probabilité d’être dus à d’autres causes comme l’éclampsie ou la méningite. Les femmes enceintes atteintes d’un paludisme à Plasmodium falciparum ou à Plasmodium vivax sans complication présentent un risque accru d’avortement et de mort naissance, de prématurité et de faible poids de naissance pour l’enfant. Une consultation obstétricale est nécessaire à un stade précoce ; les pédiatres doivent être alertés et les femmes
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Page 25 enceintes faire l’objet d’une surveillance étroite. La glycémie doit être contrôlée fréquemment, notamment si la patiente est sous quinine. Chez les femmes, le paludisme à Plasmodium falciparum grave s’accompagne d’une mortalité substantiellement plus importante pendant la grossesse qu’en dehors. L’hypoglycémie et l’œdème pulmonaire sont plus fréquents et les complications obstétricales et infections associées sont courantes. Le paludisme grave déclenche habituellement un travail prématuré et le mort naissances ou les décès néonatals sont fréquents. L’aggravation du paludisme peut aussi intervenir immédiatement 56 h après l’accouchement. Les infections bactériennes du post-partum sont une complication courante dans ce cas.2.4.6 Analyse des données
Nos données ont été enregistrées et traitées par le logiciel Excel 2010. Cette étude nous a permis de calculer les fréquences des variables et le seuil de signification avec un risque d’erreur alpha égal à 5% pour un intervalle de confiance IC à 95%. La valeur P< 0,05 a été considérée comme significative.
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Page 26TROISIEME PARTIE
RESULTATS ET COMMENTAIRE
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Page 27 3.1 RESULTATSNotre étude s’est déroulée du début 1er juin au 31 aout 2017 portant sur 434 clients
Tableau I : Répartition des résultats de la goutte épaisse en fonction du sexe
Sur les 434 clients, 192 sont de sexe masculin (44,2%) et 242 sont de sexe féminin soit (55,8%).
Tableau II : Point de la demande en GE et TDR de Juin à Aout 2017.
GE TDR
Juin 99 (22,8%) 98 (22,6%)
Juillet 144 (33,2%) 141 (32,5%)
Aout 191 (44%) 195 (44,9%)
Total 434 (100%) 434 (100%)
Dans le mois d’Aout, la demande de GE et TDR a plus évolué.
Figure 8 : point de GE et TDR
0 50 100 150 200 250 300
juin juillet aout TOTAL
POINT DES RESULTATS DE LA GE ET TDR
GE GE TDR TDR
Masculin Féminin Total
Négatif 110 148 258 (59,4%)
Positif 82 94 176 (40,6%)
Total 192 (44,2%) 242 (55,8%) 434 (100%)
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Page 28 On note que 176 des clients ont une goutte épaisse positive soit (40,6%) et 258 goutte épaisse négative soit (59,4%) alors que 251 ont pour TDR positifs (57,8%) et 183 négatifs soit (42,2%).FIGURE 9 : la Prévalence mensuelle du paludisme
Le graphique 9 montre la répartition du paludisme en fonction des mois.
Tous les mois contient du paludisme mais le mois d’aout est plus représenté.
3.2. COMMENTAIRE
Le but de notre étude est d’établir la prévalence du paludisme et comment il est pris en charge biologiquement à l’hôpital de zone de Dassa. Cette étude a pris en compte 434 patients consultés pour paludisme. La goutte épaisse est positive chez 40,6% et négative chez 59,4%.
Le TDR est positif chez 57,8% et négatif chez 42,2%. 44,2% des patients sont de sexe masculin et 55,8% sont de sexe féminin. Ceci s’explique par le fait que dans notre population actuelle au Bénin, le pourcentage des femmes est supérieur à celui des hommes. Nos résultats diffèrent de ceux rapportés par Klénon Traoré et coll [20] au Mali en 2010 où le sexe ne dégage pas de différence significative, P>0,05. 38,6 % de prévalence pour les garçons et 36,4
% de prévalence pour les filles. Nous retenons que la goutte épaisse et le Test de Diagnostic Rapide (TDR) n’ont pas les mêmes principes. D’autres clients ont la goutte épaisse positive et le TDR négatif vice-versa. Ceci pourrait s’expliquer par le fait que la goutte épaisse cherche l’Antigène figurant c’est-à-dire une méthode quantitative et le TDR recherche l’Antigène circulant. La prévalence globale du paludisme à la lumière de la GE est de 40,6% tandis que les TDR ont révélé une prévalence de 47,8%. Les tests immunologiques récents de diagnostic
JUIN JUILLET AOUT
0 50 100 150 200 250
Mois
effectif
Prévalence mensuelle du paludisme
Série1
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Page 29 rapide détectant les antigènes plasmodiaux sont simples, rapides et n’exigent pas de compétence particulière. En revanche leurs performances sont dépendantes de la parasitémie du sujet infecté. Ces tests doivent donc être considéré comme complémentaire [10]. SIALA et coll ont fait les mêmes remarques.Le nombre des résultats élevés en TDR s’expliquent par le fait que la présence de parasite n’entraine pas une infection chez les individus ayant une forte immunité en zone endémique et que les TDR ont un seuil de détection qui est de 200 parasités par microlitre de sang.
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Page 30 La prise en charge biologique du paludisme repose en tout premier lieu sur l’étude des signes cliniques, la réalisation systématique des TDR en première intention suivit d’une confirmation ou infirmation à travers la réalisation d’une GE au laboratoire. Les examens complémentaires comme Tx Hb sont réalisés pour apprécier l’anémie au cours du paludisme chez les patients. Le dosage de CRP comme examen complémentaire vise à explorer le processus infectieux.CONCLUSION
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Page 31 [1]. STEFANI Aurélia., Epidémiologie du paludisme et environnement : étude de deux populations amérindiennes de l’est et de l’ouest guyanais, Thèse pour le doctorat en Sciences de la Vie. Spécialité Santé Publique, Cayenne, 2011, 369 p.[2]. SPILF, Prise en charge et prévention du paludisme d'importation à Plasmodium falciparum recommandations pour la pratique clinique (Révision 2007 of the 1999 Consensus conférence). Réanimation 2008, 17 : 1-54.
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Page 33Liste des enseignants ……… i
Dédicace……….. iv
Remerciements ……….. v
Hommages……….. vii
Résume………. viii
Abstract……… ix
Liste des tableaux figures ……….. x
Liste des abréviations……….. xi
Introduction……….. 1
Première partie………. 3
I Généralité sur le paludisme……….. 4
1-1 Historique……….. 4
1-2-Agents pathogènes………... 4
1-2-1 Plasmodium falciparum ……… 5
1-2-2-Plasmodium vivax ……… ……… 5
1-2-3-Plasmodium ovale ………. 6
1-2-4-Plasmodium malariae ………... 7
1-2-5-Plasmodium knowlesi……….. 8
1-3-Agents vecteurs……….. 8
1-4-Cycle des plasmodies parasites de l’homme……….... 9
1-4-1-Cycle chez l’anophèle vecteur……… 9
1-4-2-Cycle chez l’homme……… 9
1-4-2-1-Cycle exoérythrocytaire……… 9
1-4-2-2-Cycle intra érythrocytaire………... 10
1-5-Mode de contamination du paludisme………. 12
1-5-1-Contamination par le vecteur……….... 12
1-5-2-Contamination par voie placentaire ………. 12
1 6- Les manifestations physiologiques du paludisme ……… 13
1-6-1- Accès palustre simple……… 13
1-6-2- Paludisme cérébral ou neuropaludisme……… 14
1-6-3-Paludisme de la femme enceinte……… 14
1-7-Diagnostic du paludisme……… 14
1-7-1- Examen clinique………... 14
1-7-2-Examen sanguin au microscope………. 15
1-7-3-Tests de diagnostic rapide……….. 16
Deuxième partieCadre de travail et matériels ………. 18
2-1- Cadre de travail ……… 19
2-3-Les matériels……….. 19
2-3-2-Réactifs……… 20
2-3-3-Echantillonnage ………... 20
2-4- Méthode……… 20
2-4-1- Prélèvement………... 20
TABLES DES MATIERES
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Page 342-4-2-Frottis et Goutte Epaisse sur même lame………... 20
2-4-3-Coloration des lames du frottis et de la goutte épaisse ……….. 21
2-4-5-Analyse des données………... 25
Troisième partie : Résultats et Commentaire ………. 28
3-1- Résultats………. 29
3-2- Commentaire……….. 31
Conclusion………. 32
Référence bibliographique……… 33
Table des matières ……… 35
