que le traitement. Dans tous les cas, lorsque les traitements sont appliqués trop tardivement, ils peuvent accélérer l’issue fatale au lieu d’améliorer l’évolution car ils présentent une toxi-cité hépatique prononcée chez les animaux sous-nutris ou cachectiques.
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Les trypanosomoses du bétail évoluent le plus souvent sousforme chronique, dont l’issue peut être fatale après plusieurs mois. De rares cas suraigus peuvent évoluer en quelques jours et les cas aigus en quelques semaines. Les signes cliniques sont peu spécifiques : fièvre ondulante et anémie, qui s’accompagnent de pâleur des muqueuses, faiblesse, accélération du rythme respiratoire, chute d’appétit et amaigrissement. Ces accès fébriles alternent avec des périodes de rémission apparente. On observe également : un poil piqué, des hypertrophies ganglionnaires, un larmoiement bilatéral, un chancre d’inoculation, des troubles nerveux avec parésie et pica, des œdèmes et des avortements. En phase finale d’infection chronique, les animaux sont cachectiques (figure 1).
Dans les évolutions très aiguës l’embonpoint est conservé au moment de la mort. Les traitements efficaces sont l’acéturate de diminazène (3,5 à 7 mg/kg en injection intramusculaire) qui possède presque toujours un bon effet curatif immédiat ; tou-tefois, à la dose de 3,5mg/kg, il rencontre fréquemment des récidives et la dose de 7 mg/kg est généralement recomman-dée. Le chlorure d’isométamidium possède également un effet curatif mais il est davantage utilisé pour la prophylaxie
Diagnostic différentiel
des trypanosomoses
des ruminants
Marc Desquesnes
LES TRYPANOSOMOSES BOVINES
Les trypanosomoses animales africaines sont des parasitoses dues à des protozoaires flagellés vivant
dans le sang de leurs hôtes et qui sont principalement transmis par les glossines. En Afrique, dans
les zones sub-sahariennes, les trypanosomoses animales dues à Trypanosoma vivax, T. congolense
et T. brucei sont les plus importantes maladies des ruminants transmises par des vecteurs.
Elles touchent principalement les bovins, en particulier les zébus qui ne peuvent être élevés dans l’aire
de répartition des glossines ; les taurins trypanotolérants (Baoulé, N’Dama, etc.) supportent mieux
l’infection et développent des formes chroniques. Ovins et caprins sont souvent moins touchés que
les bovins. Les trypanosomoses provoquent : fièvre, anémie, amaigrissement, avortement et peuvent
même aboutir à la mort. L’expression clinique peu spécifique prête à confusion avec plusieurs autres
hémoparasitoses, des helminthoses, ou même des intoxications. Il est donc nécessaire de rappeler
les symptômes de ces maladies, pour un diagnostic différentiel, et de présenter les techniques
de laboratoire permettant de confirmer des suspicions cliniques.
Figure 1. Bovin malade de trypanosomose. (photo D. Cuisance)
L’ensemble des signes cliniques des trypanosomoses peut être confondu avec des hémoparasitoses et certaines helminthoses. Un diagnostic différentiel est donc nécessaire (tableau 1).
Les theilérioses
Ce sont des maladies infectieuses non contagieuses dues à Theileria sp., transmises par les tiques (Rhipicephalus, Hyalomma, Amblyomma) et touchant les ruminants sauvages et domestiques. Il existe des theilérioses non pathogènes (T. mutans, T. velifera) et d’autres pathogènes.
En Afrique de l’Ouest, seul T. annulata, pathogène chez les bovins, a été décrit en Mauritanie. Les theilérioses se manifes-tent par une adénite d’abord localisée puis généralisée. Elles s’accompagnent d’un état fébrile et d’une diminution de toutes les cellules sanguines avec anémie, pétéchies et ictère éventuel. On observe également des constipations ou des diarrhées hémorragiques, une coloration foncée des urines (hémoglobinu-rie) et des troubles nerveux et respiratoires. L’immuno-dépression provoque l’apparition de lésions secondaires du type ulcérations cutanées (besnoitiose ou démodécie). En Afrique de l’Est, l’East Coast Fever (T. parva) est très pathogène.
Les bovins vivant en zone endémique sont très peu affectés par la maladie car les jeunes sont peu sensibles et les adultes vivent en état d’immunité de prémunition, comme pour l’ana-plasmose et les babésioses. Les traitements efficaces sont : imidocarbe, naphtoquinone, halofuginone et tétracycline.
L’ehrlichiose bovine
Elle est due à Ehrlichia bovis, un parasite des monocytes et des macrophages parfois trouvé dans les lymphocytes, et transmis par les tiques (Amblyomma, Hyalomma, Rhipicephalus). Après une incubation de 1 à 3 semaines, les symptômes consistent essentiellement en une fièvre qui peut persister plus d’une semaine, accompagnée de signes nerveux parfois caractéristi-ques (abaissement d’une oreille) mais souvent protéiformes : hypertrophies ganglionnaires (parotide), anorexie, apathie, chute de poids et dépression immunitaire qui favorise le déve-loppement de maladies intercurrentes. L’ehrlichiose bovine peut donc être confondue et superposée aux autres hémoparasito-ses. Les tétracyclines sont recommandées pour le traitement.
La cowdriose
Encore appelée « heartwater », la cowdriose est due à Ehrlichia ruminantium (anciennement appelée Cowdria rumi-nantium). C’est une maladie infectieuse, virulente, inoculable, non contagieuse qui, en Afrique de l’Ouest, est transmise par la tique Amblyomma variegatum. Après une courte phase san-guine, les Ehrlichia colonisent les cellules endothéliales vas-culaires, en particulier celles des capillaires du cortex cérébral. Les signes cliniques sont : l’hyperthermie (seul symptôme dans les formes suraiguës), la péricardite, des troubles ner-veux et digestifs. Les moutons sont particulièrement sensibles à la cowdriose, surtout s’ils sont nés en zone indemne. Les bovins sont moins sensibles et, d’une manière générale, la sensiblilité à la cowdriose varie d’une race à l’autre. Les tétra-cyclines sont recommandées pour le traitement.
L’anaplasmose
Chez les bovins elle est due à Anaplasma marginale (rickett-siale) ; c’est une maladie infectieuse, virulente, inoculable, non contagieuse, qui affecte les ongulés. Les anaplasmes parasitent les globules rouges. Elles sont transmises par des tiques (Boophilus), ou d’une façon mécanique par des diptè-res piqueurs (taons, stomoxes). Anaplasma marginale est considérée comme peu ou non pathogène chez les ovins, caprins et le buffle d’eau, mais pathogène chez les bovins. L’anaplasmose bovine est le plus souvent enzootique. Les jeunes sont peu sensibles et les adultes sont en état de prémunition : les signes cliniques sont donc rares et frustes. Les symptômes sont : de la fièvre, une inappétence, une ané-mie, un ictère, une hypertrophie ganglionnaire, une atonie ruminale, suivis de constipation et d’amaigrissement. Les trai-tements recommandés sont la tétracycline ou l’imidocarbe.
Les babésioses
Ce sont des maladies infectieuses, virulentes, inoculables, non contagieuses, qui affectent la plupart des mammifères domestiques. Elles sont dues à des sporozoaires du genre Babesia, localisés dans les globules rouges de l’hôte définitif et transmis par les tiques (transmission transovarienne). Boophilus sp. est le principal vecteur biologique et réservoir naturel des babésioses bovines tropicales : B. bigemina et B. bovis. Les signes cliniques des babésioses sont l’anémie, accompagnée de la libération d’hémoglobine à l’origine d’hé-moglobinurie (B. bigemina), ou de substances vasoactives qui peuvent engendrer un choc circulatoire avec des symptômes nerveux ou moteurs (B. bovis).
Les symptômes typiques de la babésiose à B. bigemina sont : de la fièvre, une anémie (hématocrite < 15%), un ictère et une coloration brune des urines (hémoglobinurie et bilirubinurie). Les symptômes de la babésiose à B. bovis sont de la fièvre et des signes nerveux : démarche vacillante, grincements de dents et agressivité. Les signes sanguins sont moins évidents : muqueuses normales, hématocrite supérieur à 15 %.
Les babésioses se traitent avec l’imidocarbe ou l’acéturate de diminazène.
Les helminthoses anémiantes
Plusieurs d’entre elles peuvent être confondues avec les hémo-parasitoses car elles provoquent une anémie, un amaigrisse-ment et des troubles digestifs. Certaines touchent la caillette, comme les hémonchoses dues à Haemonchus contortus chez les petits ruminants ou H. placei chez les bovins. D’autres tou-chent l’intestin grêle, comme Bunostomum sp. chez les bovins ou Gaigeria sp. chez les ovins et les caprins).
Ajoutant à la confusion clinique, l’application précoce de trai-tements par les éleveurs interfère d’autant plus que certains produits permettent d’obtenir des améliorations transitoires dans de nombreux cas (tableau 1). Quoi qu’il en soit, la guéri-son complète ne sera obtenue que si le choix et la dose du produit de traitement sont parfaitement adaptés à l’hémopara-site responsable des symptômes.
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Comment distinguer la trypanosomose
des autres maladies ?
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Trypanosomoses Theileria annulata Ehrlichia bovis Ehrlichia ruminantium Anaplasma marginale Babesia bovis Babesia bigemina Helminthoses Symptômes Incubation 8-50 jours 10-20 jours 30 jours 7-20 jours 20-50 jours 4-5 jours 4-8 jours variable Hyperthermie > 40°C, fièvres >41°C, en plateau > 39,5°C, fièvre > 41°C, fièvre > 40°C, en dents oui, en > 40°C, en plateau, -ondulantes 7-20 jours persistante passagère de scie, 7-20 jours plateau 4-12 jours Anémie progressive rapide rapide, prononcée -progressive faible prononcée mais parfois avec pétéchies muqueuses porcelainemasquée par l’ictère
prononcée
Ictère
-jaune pâle à vif
-passager faible prononcé -Adénite généralisée primaire localisée préparotidienne -splénomégalie -puis généralisée très prononcée Troubles parfois diarrhée constipation ou -gastro-entérite constipation atonie ruminale, constipation / diarrhée digestifs diarrhée hémorragique aiguë chronique constipation
diarrhée noire fétide
parfois noire Troubles parésie, pica, frottement du muffle abaissement d’une pédallage, bruxisme, rares, seulement ataxie, pédallage, -pica nerveux et en phase finale
sur le sol, salivation,
oreille, ébriété, nystagmus, en cas d’évolution bruxisme, incoordination tremblements, parésie parésie post, papillotement suraiguë agressvité postérieure, salivation agressivité des paupières Troubles -pneumonie ou -dyspnée d’origine dyspnée dyspnée dyspnée, pneumonie, essouflement respiratoires
oedème avec jetage
cardiaque, pneumonie
mucus couleur rouille
Signes anorexie, anorexie, abattement, anorexie, anorexie, anorexie, anorexie, déshydratation anorexie, généraux abattement, déshydratation, indifférence, abattement abattement, abattement, anorexie, abattement, mort mort occasionnelle ou agressivité mort mort abattement, mort mort Amaigrissement prononcé, intense et rapide oui -progressif oui oui oui, oedèmes rares mais prononcé avec oedème Hémoglobinurie -oui -pendant -urines café, -la guérison mousseuses Avortement oui oui -oui oui oui -Signes cutanés
poil piqué, chute
surinfections -poil bourru poil bourru, poil sec par plaques cutanées photosensibilisation Autres prostration, présence Hyalomma , Présence mortalité très rapide -présence de présence de -larmoiement Rhipicephalus A. variegatum en cas suraigus Boophilus Boophilus
Diagnostic de laboratoire Frottis sanguin
oui, peu sensible
oui
oui, peu sensible
-oui, peu sensible
oui, peu sensible
oui, peu sensible
-HCT ou BCM oui -PCR oui -peu sensible oui oui oui -Autres sérologique -étirement de cortex -coproscopie
Traitements Acéturate de diminazène
oui -oui oui Seuls les Chlorure d’isométamidium oui -vermifuges Tétracyclines -oui oui oui oui -sont Imidocarbe _ oui -oui oui oui efficaces T
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Figure 3.
Trypanosoma vivax.
(photo I. Sidibé)
Les trypanosomes sont principalement présents dans le sang des mammifères infectés, mais on les trouve également dans la lymphe, le liquide céphalorachidien et l’humeur aqueuse de l’œil. L’observation microscopique des parasites dans les échantillons biologiques constitue un diagnostic de certitude. Toutefois la sensibilité de l’examen est faible et de nombreux cas échappent à cette détection.
Examen direct à l’état frais
Pour l’examen sanguin, le prélèvement à l’oreille est plus sensible que celui réalisé dans les veines jugulaire ou caudale. On peut aussi observer le suc ganglionnaire, ou le liquide céphalorachidien. L’examen doit être réalisé rapi-dement après le prélèvement (moins de 4 heures), au microscope à fond noir ; sa sensibilité est faible (de l’ordre de 105 trypanosomes/ml). Il permet parfois l’identification du parasite sur les critères de morphologie et de motilité. Il peut être réalisé sur du sang ou mieux, après enrichissement. A l’état frais, les trypanosomes ont des mouvements plus ou moins vifs. T. vivax présente la particularité de traverser rapidement les champs du microscope alors que les autres parasites ont des déplacements plus limités ou effectuent des mouvements sur place. T. brucei est reconnaissable à sa membrane ondulante bien développée qui forme des « poches de lumière », le flagelle en partie libre et l’extrémité postérieure effilée ; T. congolense, de taille plus petite, ne possèdent pas de flagelle libre et sa membrane ondulante est peu visible. Les megatrypanum, non pathogènes (T. theileri, T. ingens), présents chez les bovins et quelques antilopes, sont reconnaissables à leur grande taille et à leur extrémité postérieure très effilée et rigide.
Examen d’un frottis coloré
Il est réalisé par observation au microscope (X 1000) d’un frottis fixé au méthanol et coloré au Giemsa. Le sous-genre auquel appartiennent les trypanosomes est identifié sur des critères de morphologie et de morphométrie. Selon le contexte épidémiologique, en examen routinier, on en déduit l’identifi-cation de l’espèce. L’examen de frottis est donc relativement spécifique, mais sa sensibilité est faible, de l’ordre de 104à 105parasites/ml.
L’examen d’une goutte épaisse partiellement étalée sur une lame à l’aide du coin d’une autre lame est une variante qui ne requiert pas de fixation au méthanol mais une simple colora-tion au Giemsa. L’examen est plus sensible, mais l’identifica-tion plus délicate.
Le diagnostic microscopique
Trypanosoma vivax est de taille moyenne (18-31 µm). Il pos-sède un flagelle libre (7 µm), une membrane ondulante moyennement développée, un kinétoplaste de forme circu-laire, le plus souvent terminal, de grande taille (1 µm) ; la région postérieure est arrondie (figure 3).
Figure 2. Trypanosoma theileri (d’après Hoare, 1972).
L’identification des principaux sous-genres (et la déduction des espèces) repose sur la morphométrie et la morphologie des parasites : développement de la membrane ondulante, flagelle en partie libre, taille et position du noyau, forme de la cellule, taille et position du kinétoplaste, cet organite caracté-ristique de l’ordre des kinétoplastides est situé à l’extrémité postérieure du parasite, à la base du flagelle.
Trypanosoma theileri est régulièrement observé à l’état frais mais rarement sur frottis ; il est de grande taille (60-120 µm), son kinétoplaste, de grande taille, est éloigné de l’extrémité postérieure effilée et droite. Sa membrane ondulante est bien-développée. A l’extrémité antérieure, le flagelle est libre (figure 2).
Comment distinguer la trypanosomose des autres maladies
Lorsqu’elle s’exprime par des symptômes d’anémie et d’affaiblissement, la trypanosomose bovine
doit principalement être différenciée de l’anaplasmose, de la babésiose à B. bigemina, de la
theilé-riose et des ehrlichioses, mais également de certaines helminthoses anémiantes comme
l’haemon-chose. Lorsque qu’elle s’exprime par des symptômes nerveux, elle doit être différenciée de la
cow-driose, de la rage et de la babésiose à B. bovis, voire d’éventuelles intoxications fourragères (nitrates,
alcaloïdes ou hétérosides).
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C’est le plus petit des trypanosomes pathogènes. Lekinéto-plaste est de taille moyenne, en position marginale et sub-terminale (figure 4). Il est impossible de différencier les divers types de T. congolense (forêt, savane, Kilifi) par leur morpho-logie, seule la biologie moléculaire permet cette distinction.
Anaplasma marginale se présente sous forme de corpuscu-les violets situés en marge des érythrocytes, sur frottis san-guin après coloration (figure 8) ; malheureusement ce diag-nostic est peu sensible.
Figure 6.
Theileria mutans sur frottis sanguin. (photo M. Desquesnes) Figure 7. Ehrlichia ruminantium sur écrasement de cerveau. (photo F. Stachurski) Figure 8. Anaplasma marginale sur frottis sanguin. (photo M. Desquesnes) Figure 4. Trypanosoma congolense. (photo I. Sidibé) Figure 5. Trypanosoma brucei. (photo D. Cuisance)
Trypanosoma brucei est de forme allongée, de 11 à 42 µm de longueur et de 2 à 3 µm de largeur. Ils est de grande taille par rapport à T. congolense et présente un flagelle, en partie libre, délimitant une membrane ondulante très développée. Le kinétoplaste est petit et subterminal ; l’extrémité postérieure est effilée (figure 5).
Comment identifier les autres
hémoparasites au microscope ?
Le diagnostic différentiel de laboratoire des hémoparasitoses est le plus souvent réalisé sur un frottis sanguin coloré au Giemsa, ou dans le cas de la cowdriose, sur un étirement de cortex (tableau 1). La distinction des divers parasites présen-tés précédemment est décrite ci-après.
Les theileries peuvent être observées sur frottis ganglionnaire
ou sanguin, par la détection de schizontes dans les lymphoblas-tes ; l’identification d’espèce se fait par l’observation des for-mes présentes dans les globules rouges (mérozoïtes) (figure 6).
post mortem par l’observation des corpuscules parasitaires bleu-violets dans le cytoplasme des cellules endothéliales sur un étirement de cortex coloré au Giemsa (figure 7).
Babésioses : on peut aisément distinguer Babesia bigemina
qui présente de grands schizontes à mérozoïtes piriformes (doubles poires de grande taille) (figure 9) de Babesia bovis dont les schizontes sont petits et parfois en tétrade (poires de petite taille) (figure 10).
Dans l’évolution suraiguë de babésiose à B. bovis, la mort peut survenir en l’absence de symptôme et les frottis sanguins ne permettent pas d’observer les parasites ; dans ce cas, comme pour la cowdriose, les babésies peuvent être obser-vées sur calque de cerveau.
Figure 9. Babesia bigemina sur frottis sanguin.
(photo M. Desquesnes)
Figure 10. Babesia bovis sur frottis sanguin.
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La détection des trypanosomes sur frottis est très peu sensi-ble ; pour l’améliorer, il existe plusieurs techniques d’enrichis-sement des échantillons sanguins.
La technique de Woo
La centrifugation différentielle de sang hépariné (ou sur EDTA) pendant 5 minutes à 13 000 tours/min dans un tube à hématocrite permet de concentrer les parasites et d’explorer un volume de sang d’environ 70 µl. L’examen microscopique de l’interface plasma / couche leucocyto-plaquettaire (buffy coat) est effectué au travers du tube capillaire qui doit être placé dans la gorge d’une cellule hématimétrique (figure 11). On utilise un objectif à longue focale, en faisant varier la mise au point et en assurant plusieurs rotations du tube afin d’ex-plorer la totalité du buffy coat. La technique de Woo, ou HCT (Hematocrit Centrifuge Technique), est rapide et économique, de plus elle fournit une évaluation de l’état d’anémie de l’ani-mal (figure 12). Sa sensibilité serait, selon les espèces, de 500 (T. brucei), 200 à 1250 (T. vivax) et 6525 trypano-somes/ml (T. congolense). L’identification des sous-genres est possible.
Des techniques plus sensibles
par centrifugation hématocrite
Figure 11. Test de Woo. (photo M. Desquesnes)
Figure 12. Mesure de l’hématocrite.
(photo M. Desquesnes)
La technique de Murray
La technique de Murray ou BCM (buffy coat method) est une variante de l’HCT, dans laquelle on coupe le tube capillaire (figure 13) afin d’en extraire le matériel biologique situé au niveau de l’interface globules/plasma (figure 14).
Un examen exhaustif de ce matériel (figure 15) est réalisé à l’état frais entre lame et lamelle au microscope à fond noir. La sensibilité relative des méthodes de Woo et de Murray est assez controversée ; elles sont généralement voisines et de l’ordre de 100 à 1000 parasites /ml de sang.
Figure 13. Section du tube entre buffy coat et cellules rouges. (photo M. Desquesnes)
Figure 14. Dépôt du buffy coat sur la lame.
(photo M. Desquesnes)
Figure 15. Buffy coat visible entre lame et lamelle, et examen microscopique.
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Elles ne sont pas réalisables sur le terrain et sont plus lourdeset plus coûteuses que les précédentes.
Les techniques parasitologiques
Certaines techniques parasitologiques peuvent être utilisées à la fois pour le diagnostic et pour l’isolement ou la récolte de parasites dans des laboratoires spécialisés.
La technique du QBC (Quantitative buffy coat) est une HCT dans laquelle le tube capillaire est équipé d’un flotteur et tapissé de colorant pour assurer la fluorescence des para-sites ; sa sensibilité est controversée et son coût prohibitif pour un usage vétérinaire.
La filtration sur minicolonnes de DEAE-cellulose permet de fixer les cellules sanguines et de récolter les trypanosomes. La centrifugation du sang en silicone ou sur gradient de percoll ou de ficoll permet de séparer les trypanosomes des cellules sanguines avec une bonne sensibilité. Leur coût est trop élevé pour le diagnostic vétérinaire. Ces techniques sont principalement utilisées pour l’isolement ou la production de parasites au laboratoire.
La culture in vitro (milieu NNN, KIVI, etc.) est la seule techni-que sensible de détection de T. theileri. Les trypanosomes pathogènes peuvent se cultiver in vitro mais les techniques sont délicates et coûteuses et de ce fait très peu employées pour le diagnostic vétérinaire.
La culture in vivo par inoculation intrapéritonéale de matériel biologique infecté à des rongeurs était utilisée jadis, notam-ment pour le diagnostic des infections à T. evansi, mais on ne l’utilise plus que pour les isolements de souches ou la produc-tion massive de parasites.
La détection de l’ADN
des trypanosomes par PCR
La PCR est utilisée au laboratoire pour la détection des para-sites dans des échantillons biologiques (sang, liquide lympha-tique, etc). C’est la technique la plus sensible et la plus spéci-fique pour le diagnostic des trypanosomoses mais elle n’est pas à la portée de tous les laboratoires et a fortiori de tous les utilisateurs.
L’amplification en chaîne par polymérase ou « polymerase chain reaction » (PCR) est une réaction qui permet de détec-ter, par multiplication, à l’aide d’un jeu d’amorces spécifiques, un brin matriciel d’ADN éventuellement présent dans l’échan-tillon suspect. Après polymérisation, les échanl’échan-tillons sont séparés par électrophorèse dans un gel d’agarose et révélés en lumière ultraviolette après coloration du gel au bromure d’éthidium (figure 16).
A la figure 17, on observe : un marqueur de poids molécu-laire (1) qui est migré en même temps que les échantillons pour mesurer leur poids exact. Lorsqu’une bande d’ADN du poids spécifique attendu est présente l’échantillon est posi-tif (colonne 3) ; si un produit d’un autre poids apparaît (colonne 2), ou si aucun produit n’est visible (colonne 4), l’échantillon est négatif.
Pour la détection des trypanosomes, il existe divers jeux d’amorces permettant de détecter T. vivax, les Trypanozoon, ou plus spécifiquement T. evansi, ou encore, sélectivement, les divers types de T. congolense (savane, forêt et Kilifi). Pour la détection des infections dans le sang des hôtes, les meil-leurs résultats sont obtenus sur des buffy coat traités à l’aide de résines (Chelex 100® ou Ready AMP®). La sensibilité du test est de l’ordre de 1 à 20 trypanosomes par ml de sang, ce qui est très supérieur aux tests parasitologiques. La spécificité d’espèce est excellente puisqu’elle est basée sur les séquen-ces de l’ADN parasitaire.
Le diagnostic par PCR améliore considérablement la détection des trypanosomes mais certaines infections échappent encore à la détection du fait d’une parasitémie trop faible (infé-rieure à 1 trypanosome / ml). Ici encore, un examen négatif ne veut pas dire que l’animal n’est pas infecté.
Les autres techniques de diagnostic
Figure 16. Visualisation du gel en lumière UV.
(photo M. Desquesnes)
Chartier C., Itard J., Morel, P. et Troncy P. (2000). Précis de parasitologie vétérinaire tropicale. Ed. Tec et Doc & Ed. Médicales internationales Universités francophones (Aupelf Uref), 774 p.
Desquesnes M. (1997). Les trypanosomoses du bétail en Amérique latine, étude spéciale dans le plateau des Guyanes. Thèse de doctorat en parasitologie, Lille, 26 septembre 1997, 409 p.
Hoare C.A. (1972). The trypanosomes of mammals. A Zoolo-gical Monograph. Blackwell Scientific Publications, Oxford, U.K., 749 p.
Masiga D.K., Smyth A.J., Hayes P., Bromidge T.J. et Gibson W.C. (1992). Sensitive detection of trypanosomes in tsetse flies by DNA amplification. Int J. Parasitol 22 : 909-918. Murray M., Murray P. K. and McIntyre W. I. M. (1977). An improved parasitological technique for the diagnosis of African trypanosomiasis. Trans. Royal Soc. Trop. Med. Hyg. 71 : 325-326.
Woo P. T. K. (1970). The haematocrit centrifuge technique for diagnosis of African trypanosomiasis. Acta trop. 27 : 384-386.
