Institut de Biologie et de Médecine Moléculaires (IBMM) Laboratoire de Génétique du développement

UNIVERSITE LIBRE DE BRUXELLES

Faculté des sciences

Département de Biologie Moléculaire

Institut de Biologie et de Médecine Moléculaires (IBMM) Laboratoire de Génétique du développement

Directeur de thèse : Dr. Eric Bellefroid

Étude du rôle du facteur de transcription Dmrt5 dans le développement du cortex cérébral

Thèse présentée en vue de l’obtention du grade de Docteur en sciences Marc Keruzoré

Année académique 2013-2014

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Étude du rôle du facteur de transcription Dmrt5 dans le développement du cortex cérébral

Thèse présentée en soutenance privée le 30 juin 2014 et en soutenance publique le 11 juillet 2014 devant le jury composé des membres suivants:

Pr. E. Pays Université Libre de Bruxelles Président Dr. A.M. Marini Université Libre de Bruxelles Secrétaire

Présidente du comité d’accompagnement Dr. E. Bellefroid Université Libre de Bruxelles Directeur de thèse Dr. F. Guillemot National Institute for Medical Research Expert extérieur Dr. L. Nguyen Université de Liège Expert extérieur

Marc Keruzoré

Laboratoire de Génétique du Développement Institut de Biologie et de Médecine Moléculaires (IBMM)

Département de Biologie Moléculaire Faculté des Sciences

Université Libre de Bruxelles !

Remerciements

Au terme de ce travail, je souhaite adresser mes remerciements à toutes les personnes qui ont contribué à sa réalisation et ont permis par leur soutien et leurs conseils de le mener à bien.

En premier lieu, je tiens à remercier le Dr. Eric Bellefroid pour m’avoir accueilli dans son laboratoire ainsi que pour m’avoir encadré tout au long de cette thèse. Merci également pour le temps consacré aux lectures et corrections de ce manuscrit.

Ce travail n’aurait pu voir le jour sans la participation financière du Fonds pour la formation à la Recherche dans l’Industrie et l’Agriculture (FRIA) et à la fondation Van Buuren, que je tiens à remercier vivement.

Mes sincères remerciements s’adressent aux membres de mon comité d’accompagnements de thèse, ainsi qu’aux différents membres du jury qui ont accepté d’évaluer mon travail de thèse.

Je remercie également tous les membres du laboratoire de Génétique du Développement que j’ai pu croiser au cours des toutes ces années de thèse. Je suis heureux d’avoir pu travailler avec Amandine, Sarah, Isabelle, julie P & H, Claude, Nathalie, Simon, Sadia, Louis et Maria.

Je tiens à remercier particulièrement Sarah et Amandine, « mes collègues de bureau », pour tous les moments partagés dans cette pièce, les joyeux, les comiques, les studieux et moins studieux, les délicieux, et sans oublier les électriques en fonction de l’humeur matinale… Evidement je tiens également à dire merci à Sarah pour les précieux conseils scientifiques prodigués tout au long du parcours et pour ces courses nautiques virtuelles endiablées. Merci à Amandine pour toute l’aide apportée à la paillasse et pour la grande majorité de mes activités en dehors de la sphère scientifique. Ce paragraphe de remerciement serait bancal, sans adresser un grand merci à Gilles pour toujours avoir une solution ou un avis avisé sur un problème scientifique ou, à ce que je sache, sur tout autre sujet. Enfin pour conclure cette partie des remerciements, je remercie Anaïs, « mon compagnon de galère ». Merci pour de nombreuses choses qu’il serait trop long de citer ici.

Merci à ma famille pour leur présence et leur soutien malgré les nombreux kilomètres qui ont pu nous séparer au cours de ces dernières années. Merci à Bertrand et Armelle d’essayer de changer le monde, et à Emmanuelle, Charles, Carine et Cédric d’y participer activement (merci Manu pour les relectures ultra-rapides de ce manuscrit).

Merci à Caro et Damien pour me faire relativiser sur beaucoup de choses et de

m’aider à franchir des caps. Merci à mes parents pour tout.

Un merci sincère à une personne spéciale. Merci pour notre bout de chemin parcouru en Belgique, qui ne fut pas sans pavés et nids de poule, mais toujours lumineux. La route est encore longue et j’en suis heureux.

Un grand merci à Luca pour toutes ces excursions, découvertes, dégustations, projections et discussions (des fois philosophiques, des fois encore plus philosophiques…). Par ordre d’apparition, merci à Oliver, Claire, Alicia, Béné, Flo, Taïna et Amandine.

Enfin, comme l’opportunité m’est donnée, je remercie la « team », Amandine, Virginie, Caro, Robin, Charlie, Méli, Clem et Gate, qui auront peut être un jour l’occasion de lire ces quelques lignes.

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Table des matières

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ABREVIATIONS

A-P Antéro-postérieur

Ac Anticorps

Acx Archicortex

ADN Acide désoxyribonucléique ADNc ADN complémentaire AKT Protéine kinase B (PKB) ANR Anterior neural ridge APC Adnomatous plyposis ARN Acide ribonucléique ARNm ARN messager

AVE Endoderme viscéral antérieur

BCIP 5-Bromo-4-chloro-3-indolyl Phosphate Bmp Bone morphogenic protein

BMPR BMP receptor

bRG Cellules basales de la glie radiaire bTel Télencéphale basal

CFA Projections axonale corticofugale CGE Eminences ganglionnaires caudales CH Hème cortical

ChF Domaines choroïdaux CNS Système nerveux central CoP Plaque commissurale CP Plaque corticale Cpx Plexus choroïde

CR Cellule de Cajal-Retzius

CTA Projection axonale corticothalamique

Cx Cortex

D-V Dorso-ventral

DAB 3,3’ Diaminobenzidine DEPC Diethyl pyrocarbonate

dLGN Corps genouillé dorso-latéral (dorsal lateral geniculate nucleus) Dmrt Doublesex and mab-3 related transcription factor

Dsx Doublesex DT Thalamus dorsal DTA Toxine diphtérique A

DTB Frontière télencéphale-diencéphale DVL Dishevelled

Ec Ectoderme

EDTA Ethylenediaminetetraacetic acid (acide éthylène diamine tétraacétique)

En Endoderme

ERK Extracellular signal-regulated kinases ES Cellule souche embryonnaire

EtOH Ethanol

FGF Fibroblast growth factor

FGFR Fibroblast growth factor receptor FT Facteur de transcription

FZD Frizzled

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GSK3 Glycogen synthase kinase 3

He Ectoderme de la tête (head ectoderme)

Hp Hippocampe

HS Heparan sulfate IC Capsule interne IF Immunofluorescence

IHC Immunomarquage

IP Progéniteur intermédiaire ISH Hybridation in situ IZ Zone intermédiaire Isoprop Isopropanol

KO Knock-out

LGE Eminences ganglionnaires latérales

LGN Corps genouillé latéral (lateral geniculate nucleus) LRP Lipoprotein receptor-related proteins

MAPK Mitogen activated protein kinase MGE Eminences ganglionnaire médiane

MGN Corps genouillé médian (medial geniculate nucleus) MH Mésoderme de la tête

MI Mésoderme intermédiaire

ML Mésoderme latéral

MO Morpholino

MP Mésoderme paraxial

MZ Zone marginale

NBT Nitro blue tetrazolium

Nc Notochorde

Ncx Néocortex

NE Neuroepithelium

NP Plaque neurale

NT Tube neural

OB Bulbe olfactif O/N Overnight

Pcx Paléocortex

PKC Protéine kinase C

PP Pré-plaque

PSPB Frontière pallium/sous-pallium Qsp Quantité suffisante pour R-C Rostro-caudal

RA Acide rétinoïque

RF Toit du télencéphale (Roof plate) RG Progéniteurs de glie radiaire RT Température ambiante

RT-PCR Reverse transcription polymerase chain reaction

RT-qPCR Reverse transcription quantitative polymerase chain reaction

S Somites

Shh Sonic hedgehog

SiRNA Small interference RNA SNPs Short Neural Precursors

SP Sous-plaque

Str Striatum

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SVZ Zone sous-ventriculaire

TCA Projection axonale thalamocorticale TF Facteur de transcription

VB Complexe ventrobasal

VLC Complexe thalamique ventrolatéral

vLGN Corps genouillé ventro-latéral (ventral lateral geniculate nucleus) VZ Zone ventriculaire

Wnt Wingless

WT Wild type

X-gal 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-!-galactopyranoside

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INTRODUCTION

Figure 1. Représentation schématique de la formation du tube neural. La plaque neurale (en rouge) se replie sur elle même formant ainsi une gouttière neurale avec les bourrelets neuraux au niveau dorsal. Ces bourrelets vont fusionner et former le tube neural.

Figure 2. Représentation schématique de la formation du système nerveux chez les

vertébrés. Très tôt au cours du développement le tube neural se divise en trois vésicules

primaires, le prosencéphale, le mésencéphale et le rhombencéphale. Durant la suite du

développement, le prosencéphale se subdivise en télencéphale et diencéphale, le

rhombencéphale se subdivise en métencéphale et myélencéphale, alors que le mésencéphale ne

se divise pas. Au cours du développement, de nouvelles structures vont émerger au sein des

vésicules préexistantes, telles que les vésicules optiques au niveau du diencéphale.

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INTRODUCTION

Cette introduction s’attachera à décrire l’origine embryonnaire du cortex cérébral dans un premier temps. Puis sera donné un aperçu de son organisation générale.

Enfin, seront explicités, les mécanismes moléculaires contrôlant le développement du cortex ainsi que la diversité neuronale qui fait de lui la structure la plus sophistiquée du cerveau chez les mammifères.

1. Origine embryonnaire du cortex cérébral

Le système nerveux central dérive de l’ectoderme dorsal de l’embryon en cours de gastrulation. Au stade neurula, la région de l’ectoderme dorsal est appelée la plaque neurale (Fig. 1). Cette plaque se replie sur elle-même, formant ainsi les bourrelets neuraux. Au stade E8-8.5, les bourrelets neuraux fusionnent (Fig. 1). Cette fusion s’initie d’abord dans la région moyenne, puis progresse vers les régions antérieure et postérieure de l’embryon. Le tube neural se forme alors progressivement. Chez tous les vertébrés le cerveau dérive de l’extrémité antérieure du tube neural qui se divise en trois vésicules, le prosencéphale (cerveau antérieur), le mésencéphale (cerveau moyen) et le rhombencéphale (cerveau postérieur) (Fig. 2). À mesure de l’avancée de l’organogénèse, les trois vésicules se réorganisent ensuite en cinq régions. Le prosencéphale se subdivise en télencéphale et diencéphale. Le télencéphale forme les hémisphères cérébraux. Le diencéphale va s’invaginer et former les ébauches optiques latéralement, ainsi que le thalamus et l’hypothalamus. Le rhombencéphale va également se subdiviser pour former le métencéphale et le myélencéphale, alors que le mésencéphale ne se divise pas (Fig. 2).

Chez l’embryon de souris, la fermeture du tube neural est initiée au stade E8.25 à la

jonction entre le rhombencéphale et la moelle épinière (fermeture 1, F1) (Fig. 3A). À

partir de cette étape, la fermeture s’étend dans la région antérieure vers le cerveau, et

postérieurement vers la moelle épinière. Il y a deux points de fermeture

supplémentaires au niveau du cerveau. L’un à la jonction entre le prosencéphale et le

mésencéphale (fermeture 2, F2), l’autre à l’extrémité de la région rostrale du

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antérieur Neuropore

postérieur

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Figure 3. Fermeture du tube neural au cours de la neurulation chez l’embryon de souris. (A)

La séquence des évènements commence par la fermeture du tube neural (F1), laquelle est initiée à la

jonction entre le mésencéphale et la moelle épinière (**) au stade E8.5. La fermeture du tube neural

s’étend rostralement et caudalement à partir de ce premier point de fermeture. La seconde fermeture

(F2) à lieu à la frontière entre le prosencéphale et le mésencéphale (*). À l’extrémité rostrale du

prosencéphale s’initie la troisième fermeture (F3). La neurulation progresse caudalement à partir de

F3 jusqu’à rencontrer la fermeture rostrale en cours de F2, avec la fin de la fermeture au niveau du

neuropore antérieur. De la même manière, la fermeture 2 caudale fusionne avec la fermeture 1

rostrale au niveau neuropore du mésencéphale. La fermeture du tube neural à partir de F1 progresse

caudalement durant une période de 36h, avec une fermeture finale au niveau du neuropore postérieur

(Adapté de Copp et al, 2003). (B-C) Représentation schématique de la mise en place des somites lors

du développement embryonnaire en vue dorsale (B) et en vue coronale (C) (Adapté de Mok and

Sweetman, 2011). (D) Marquage au X-gal des somites (S) et du cœur (H) d’un embryon de souris au

stade E9.5 (Zhou et al, 2001). Ec, ectoderme; En, endoderme; MH, mésoderme de la tête (head

mesoderm); MI, mésoderme intermédiaire; ML, mésoderme latéral; MP, mésoderme paraxial; Nc,

notochorde; NT, tube neural ; S, somites.

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prosencéphale (fermeture 3, F3) (Fig. 3A). Ainsi, la fermeture au niveau du cerveau se fait de manière bidirectionnelle entre ces trois points de fermeture, et le scellement du neuropore antérieur se termine autour du stade E9-9.5. Au contraire, la fermeture de la moelle épinière est unidirectionnelle, allant de la fermeture 1 vers la région postérieure, et se termine à la fermeture du neuropore postérieur autour du stade E10 (Copp et al., 2003).

Parallèlement à la neurulation, le mésoderme paraxial mis en place lors de la gastrulation va engendrer la formation de structures appelées somites. Les somites sont des structures mésodermiques transitoires localisées dans la région dorsale de l’embryon, de part et d’autre du tube neural et de la notochorde. Les somites sont segmentés le long de l’axe antéro-postérieur de l’embryon, elles ont une organisation métamérique (Fig. 3B-D). À des stades très précoces du développement il est possible d’estimer un stade embryonnaire en comptant le nombre de somites le long de son axe antéro-postérieur.

Comme décrit précédemment, l’expansion inégale des différentes régions du tube neural donne naissance à des vésicules primaires distinctes (prosencéphale, mésencéphale, rhombencéphale). Le processus amenant le tube neural antérieur à se spécifier en territoires du pallium (télencéphale dorsal) et du sous-pallium (télencéphale ventral), implique une détermination et une spécification des régions le long des axes antéro-postérieur (A-P) et dorso-ventral (D-V).

Au stade E7, chez l’embryon de souris, la différenciation selon l’axe A-P, commence par la régulation du tissu neural antérieur précoce. Des signaux provenant du nœud primitif et de l’endoderme viscéral antérieur (AVE), sont requis pour la maintenance de l’identité prosencéphalique et l’induction neurale (Fig. 4A). L’AVE est un tissu extra-embryonnaire qui est à la base de la plaque neurale et qui sécrète des molécules, telles que Cerberus et Dickkopf (Fig. 4B). Celles-ci antagonisent les effets des molécules postériorisantes exprimées par la plaque neurale (NP) à ce stade, incluant les membres de la famille des Wingless (Wnts) et Fibroblast Growht Factor (Fgfs), ainsi que l’acide rétinoïque (RA) (Fig. 4B) (Backman et al., 2005; Bouwmeester et al., 1996; Glinka et al., 1998; Rallu et al., 2002; Thomas and Beddington, 1996).

Après l’induction neurale antérieure, les cellules à la jonction entre l’ectoderme

antérieur neural et non-neural - les cellules de l’Anterior Neural Ridge (ANR) - jouent

un rôle important en favorisant le développement du télencéphale dans la région du

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Figure 4. Spécification Antéro-Postérieure du télencéphale et induction neurale. (A) Les signaux provenant du nœud établissent la région antérieure (flèche noire). L’AVE, en coopération avec le nœud, agissent pour induire et/ou maintenir le caractère neural antérieur. (B) L’AVE est localisé sous la plaque neurale et exprime des molécules, telles que Cerberus et Dickkopf (flèches rouges), qui permettent l’inhibition de facteurs postériorisant la plaque neurale (Wnts, Fgfs, RA).

Adapté de Rallu et al, 2002.

A B

Figure 5. Polarisation du tube neural selon l’axe Dorso-Ventral. Le tube neural nouvellement

formé est influencé par deux centres de signalisation, le toit et le plancher du télencéphale

(respectivement, RF et bTel). Ces centres de signalisation dérivent de la sécrétion de la protéine

Shh venant de la notochorde et des protéines Wnts et Bmps venant de l’ectoderme dorsal. Adapté

de Developmental Biology (9

édition) Scott F. Gilbert.

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prosencéphale. En effet, une ablation de l’ANR chez la souris aboutit à une absence d’expression de marqueurs télencéphaliques, tels que Foxg1 et Emx1 (Shimamura and Rubenstein, 1997). Chez la souris, des données récentes suggèrent que les Fgfs, sécrétés par l’ANR, contribuent activement à l’établissement de l’identité télencéphalique (Paek et al., 2009).

Le tube neural est également polarisé le long de son axe D-V. L’identité ventrale est induite par la protéine Sonic hedgehog (Shh) sécrétée au niveau de la notochorde, alors que l’identité dorsale est induite par les signaux Wnts et Bone morphogenic (Bmps) venant de l’ectoderme dorsal (Fig. 5). Ces familles de facteurs vont induire un second centre de signalisation au sein du tube neural. Ces deux centres sont, le plancher du télencéphale (ou télencéphale basal, bTel) et le toit du télencéphale (RF, roof plate) produisant respectivement les signaux ventralisants et dorsalisants (Fig. 5).

Le tube neural est alors soumis à ces gradients de concentration le long des axes A-P et D-V, amenant ainsi les cellules du tube neural à acquérir une identité régionale spécifique.

2. Développement du télencéphale

Comme décrit précédemment le télencéphale dérive du prosencéphale. Le télencéphale regroupe le télencéphale dorsal (pallium) et le télencéphale ventral (sous-pallium) qui se spécifient au cours du développement. À leur tour, ces territoires sont subdivisés en plusieurs régions :

Le télencéphale dorsal embryonnaire peut être divisé en deux régions : l’une antérieure et latérale, qui donnera naissance au néocortex (Ncx), et l’autre postérieure et médiane qui se développera en archicortex, incluant l’hippocampe (Hp), l’hème cortical (CH) et le plexus choroïde (Cpx) (Fig. 6).

Le télencéphale ventral peut également être divisé en différentes régions : un domaine

médian qui est connu comme étant les éminences ganglionnaires médianes (MGE), et

des régions postérieures et latérales qui sont désignées comme les éminences

ganglionnaires latérales (LGE) et caudales (CGE) (Fig. 6) (Hebert and Fishell, 2008).

Figure 6. Représentation schématique des subdivisions du télencéphale. Lors du développement du télencéphale, celui-ci se divise en diverses régions donnant des structures fonctionnelles. Le télencéphale dorsal forme deux territoires, l’archicortex (incluant l’hippocampe, l’hème corticale et le plexus choroïde) et le néocortex. Le télencéphale ventral se subdivise également en différents territoires, les éminences ganglionnaires médianes (MGE) ainsi que les éminences ganglionnaires latérales (LGE) et caudales (CGE).

LGE MGE

CGE

Figure 7. Représentation de l’organisation du cortex et de la migration neuronale. (A) Représentation schématique du cortex montrant les zones prolifératives du télencéphale dorsal (VZ et SVZ) et la migration des progéniteurs (RG et IP) différentiés en neurones. (B) Trajet de la migration des neurones corticaux au cours du développement. Les projections neuronales proviennent des progéniteurs corticaux de la VZ et SVZ (ligne rouge) et migrent radialement pour peupler le cortex en développement (flèches rouges). Les projections des interneurones corticaux proviennent des progéniteurs du télencéphale ventral, les MGE et LGE (ligne verte) et migrent tangentiellement dans le cortex (flèche verte). CP, plaque corticale; IP, progéniteurs intermédiaires;

RG, progéniteur de la glie radiaire; SVZ, zone sous ventriculaire; VZ, zone ventriculaire. (A) Adapté de Lui et al, 2011.

A B

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Au cours du développement le cortex cérébral se développe à partir du neuroépithélium (NE) constitué d’une couche de cellule. La maturation, la prolifération, la différenciation et la migration de ces cellules vont contribuer à la formation du cortex cérébral au cours de l’embryogénèse (Wilson and Rubenstein, 2000).

2.1. Organisation du cortex cérébral chez l’embryon de souris Le cortex cérébral est la structure la plus complexe dans le cerveau des mammifères, constituée de centaines de types de neurones différents. La diversité neuronale est au centre des fonctions corticales. La région du néocortex est organisée en six couches distinctes de neurones, alors que l’archicortex et le paléocortex (zone du télencéphale destinée à la réception/interprétation des signaux olfactifs) ne sont composés que de trois couches de neurones (Bayer et al., 1991).

Les neurones du cortex cérébral forment deux grandes classes : les neurones pyramidaux excitateurs (neurones glutamatergiques) et les interneurones inhibiteurs (neurones GABAergiques). Les neurones pyramidaux constituent la majeure partie des neurones du cortex cérébral et peuvent être classés en plusieurs sous-types selon leur morphologie, leur électrophysiologie et la spécificité de leurs connexions (Molyneaux et al., 2007; Tiberi et al., 2012). L’entièreté de la population des neurones pyramidaux provient du télencéphale dorsal, qui est composé d’un ensemble de progéniteurs corticaux dans les zones prolifératives, la zone ventriculaire (VZ) et sous-ventriculaire (SVZ) (Fig. 7A). L’invasion du télencéphale dorsal par les neurones pyramidaux se fait via une migration radiaire. Cette migration signifie que les neurones sont générés sur place (dans le télencéphale dorsal) et migrent radialement dans les couches corticales au dessus des zones prolifératives (Fig. 7B).

Les interneurones, peuplant également le cortex cérébral, sont quant à eux générés à

l’extérieur du télencéphale dorsal, dans les MGE et LGE du télencéphale ventral. Ces

interneurones migrent tangentiellement pour rejoindre leur destination finale, le

télencéphale dorsal (Anderson et al., 2002; Anderson et al., 2001; Marin and

Rubenstein, 2001) (Fig. 7B). En effet, bien que la migration radiaire soit le système

de guidance principal des neurones en migration du système nerveux, depuis des

années, il est reconnu qu’il existe également une migration tangentielle. Ces

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Connexions TCA

Du thalamus vers le cortex Connexions CTA

Du cortex vers les régions sous corticales

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Figure 8. Aires primaires corticales et connexions axonales. (A-B) Les quatre aires primaires corticales peuvent être distinguées dans le télencéphale dorsal : l’aire motrice (M1), l’aire somato- sensorielle (S1), l’aire visuelle (V1), et l’aire auditive (A1), en vue sagittale (A) et en vue dorsale (B). (C-D) Chaque aire corticale primaire reçoit des connexions thalamocorticales (TCA) (connexions afférentes), provenant de zones spécifiques du thalamus dorsal. Ces zones thalamiques reçoivent des informations sensorielles spécifiques, directes ou indirectes, provenant des organes sens périphériques. Ces aires corticales envoient des projections axonales corticothalamiques (CTA) (connexions efférentes) du cortex cérébral vers des régions sous corticales (diencéphale, mésencéphale, moelle épinière). VBC, complexe thalamique ventrobasal; VLC, complexe thalamique ventrolatéral; LGN, lateral geniculate nucleus; MGN, median geniculate nucleus. C-D, adaptés de Mallamaci et al, 2011.

Cortex Thalamus

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interneurones sont capables de migrer et de peupler la quasi-totalité des couches corticales du cortex en développement, en suivant une trajectoire restreinte en fonction de leur destination. Ces migrations se font sous le contrôle de signaux chimio-attractifs (Nétrine-1…) ou chimio-répulsifs (Sema3A, Sema3F…) exprimés à travers le télencéphale (Anderson et al., 2001; Grant et al., 2012; Marin and Rubenstein, 2003; Marin et al., 2001).

Tangentiellement le néocortex est subdivisé en aires distinctes, présentant des propriétés structurelles et fonctionnelles différentes. Quatre aires primaires peuvent être distinguées. Trois sont sensorielles : l’aire visuelle (V1), somatosensorielle (S1) et auditive (A1), lesquelles traitent respectivement les informations reçus par les yeux/rétine (la vision), le corps (les sensations somatosensorielles) et l’oreille interne/cochlée (l’ouïe) (Fig. 8A-B). La quatrième aire primaire est l’aire motrice (M1) qui contrôle les mouvements volontaires (Fig. 8A-B) (Mallamaci, 2011;

O'Leary and Sahara, 2008). La composition neuronale de chacune de ces aires corticales est spécifique selon leur fonction. De plus, chaque aire corticale primaire reçoit des connexions thalamocorticales (TCA) provenant de zones spécifiques du thalamus dorsal (DT). Ces zones thalamiques reçoivent des informations sensorielles spécifiques, directes ou indirectes, provenant des organes sens périphériques ou de récepteurs, et en retour définissent la modalité fonctionnelle des aires primaires cibles.

De même, ces aires corticales envoient des connexions corticothalamiques (CTA)

dans des régions sous corticales (Fig 8C-D) (Lopez-Bendito and Molnar, 2003). La

moindre perturbation de taille, de position et/ou de connexion de ces aires peut

entrainer des conséquences dramatiques sur le fonctionnement cérébral. Le processus

général menant à la spécification des aires est appelé « aréalisation corticale ». Cette

aréalisation commence précocement durant le développement, avec dans un premier

temps la spécification d’une protocarte (protomap) moléculaire primitive (Rakic,

1988), mise en place selon des signaux spatio-temporels spécifiques. La codification

de ces signaux intrinsèques initie les domaines corticaux, résultant de l’interaction

entre des molécules signales, qui sont sécrétées aux frontières de ces domaines, et des

facteurs de transcription (FTs) exprimés en gradient dans la région corticale (Borello

and Pierani, 2010; Mallamaci and Stoykova, 2006). Dans un second temps, à partir du

stade E13.5 chez la souris, des projections axonales TCA, relaient des informations

sensorielles provenant de régions distinctes du DT jusqu’à des régions corticales

Figure 9. Représentation de la Neurogénèse corticale au cours du développement embryonnaire.

Schéma décrivant la génération dans le temps des projections neuronales provenant des progéniteurs de

la VZ et SVZ. Les neurones nouvellement formés migrent radialement au dessus des neurones formés

précocement. Le cortex est alors organisé en six couches corticales dans un gradient « inside-out ». CP,

plaque corticale; CR, Cellule de Cajal-Retzius; E, épendyme; IZ, zone intermédiaire; MZ: zone

marginale; PP, pré-plaque ; SP, sous-plaque; SVZ, zone sous ventriculaire; VZ, zone ventriculaire; WM,

matière blanche. Adapté de Greig et al, 2013.

! (*!

spécifiques, favorisant la diversification interrégionale, et ainsi l’aréalisation corticale à proprement parlé (Grant et al., 2012; Vanderhaeghen and Polleux, 2004; Vue et al., 2013).

2.2. Différents types de progéniteurs contribuent à la corticogénèse

Les progéniteurs du NE sont caractérisés par une prolifération à division symétrique (générant deux cellules filles identiques) résultant en une amplification du pool de progéniteurs initial (stade E8-9 chez la souris). Par la suite, les progéniteurs du NE se différencient en progéniteurs de la glie radiaire (RG) qui constituent la majeure partie des sous-types de progéniteurs corticaux (autour du stade E10) (Fig. 9) (Fietz and Huttner, 2011). Les cellules RGs sont caractérisées par leur morphologie propre, établissant un contact avec la surface apicale de la VZ, et un étirement radial allant jusqu’à la surface basale du cortex (Fig. 9). Cet étirement est important pour la migration des neurones dans la plaque corticale (Hatten, 1999; Rakic, 1972). Les RGs subissent des divisions symétriques et asymétriques (générant une cellule identique et une cellule différenciée) permettant ainsi la génération de divers types de neurones, tout en maintenant le pool de progéniteurs dans la VZ (Fig. 9) (Noctor et al., 2004).

Ainsi, lors des divisions asymétriques, les RGs permettent la génération de

progéniteurs intermédiaires (IPs). Les IPs nouvellement générés n’ont aucun contact

apical ou basal, ce qui leur permet de migrer en dehors de la VZ et ainsi former une

nouvelle zone proliférative au dessus de la VZ, la zone sous-ventriculaire (SVZ). Ces

progéniteurs sont capables de faire très peu de divisions symétriques (une ou deux)

avant de se différencier en neurones (Noctor et al., 2004). En plus des cellules RGs,

plusieurs autres types de progéniteurs ont été identifiés durant ces dernières années, et

contribuent à la diversité neuronale. Récemment, de nouvelles données ont montrés

qu’il existait au niveau des progéniteurs corticaux, légèrement au dessus de la SVZ,

dans la zone intermédiaire (IZ), des cellules basales de la glie radiaire (bRGs),

établissant uniquement un contact avec la surface basale du cortex (Fig. 9). Ces bRGs

sont capables de faire des divisions asymétriques, formant ainsi une nouvelle cellule

! (+!

bRG et un IP (Betizeau et al., 2013). Les IPs peuvent alors être générés par les RGs et les bRGs.

Des recherches récentes effectuées par le groupe du Dr. T.F. Haydar, ont révélés un degré de complexité supérieur dans la composition des couches prolifératives. En effet, il a été mis en évidence l’existence d’une autre population de progéniteur dans la VZ, distincte des RGs par leur morphologie et leurs caractéristiques moléculaires.

Cette population de progéniteur est appelée, « Short Neural Precursors » (SNPs) (Gal et al., 2006). De plus, malgré la similarité de morphologie entre les SNPs et les IPs, ces deux populations diffèrent de part l’expression de facteurs propre à chacune d’entre elles (Stancik et al., 2010). Ces nouvelles données ont ainsi révélé l’existence d’une nouvelle population de progéniteur au sein de la VZ. Néanmoins, les SNPs ne génèrent pas d’IPs, mais se différencient directement en neurones post-mitotiques à partir de la VZ, contrairement au RGs capables de générer les IPs dans la SVZ. Ainsi, il semblerait que la composition de la VZ du télencéphale dorsal de souris soit similaire à la VZ de l’humain et du primate de part la présence de plusieurs types de précurseurs neuronaux (Fietz and Huttner, 2011; Gal et al., 2006; Stancik et al., 2010).

Les progéniteurs résidant dans la VZ et SVZ génèrent, de manière finement contrôlée dans le temps, des neurones migrants dans les différentes couches du néocortex à partir du stade embryonnaire E11.5. Les premiers neurones formés, les neurones de Cajal-Retzius (CR), migrent de la VZ pour former une structure transitoire au dessus de celle-ci, la pré-plaque (PP) (Fig. 9). Au cours de la neurogénèse les neurones nouvellement formés migrent radialement en dehors de la VZ pour former une nouvelle structure laminaire, la plaque corticale (CP). Cela entraine une division de la PP en zone marginale (MZ) superficielle et en sous-plaque (SP) localisée dans les couches profondes. La MZ est une couche de cellules éparses qui deviendra plus tardivement la couche la plus superficielle, la couche I, dans le cortex mature chez l’adulte. La SP est une zone largement ciblée par les projections neuronales, en particulier les projections TCA afférentes (Grant et al., 2012; Greig et al., 2013).

Par la suite, l’expansion de la CP s’effectue via l’addition de neurones nouvellement

formés selon un gradient « inside-out » (de l’intérieur vers l’extérieur), c’est-à-dire

avec les neurones tardivement formés migrant au dessus des neurones précoces pour

progressivement former des couches plus superficielles. De cette manière les