IDENTIFICATION DES FORMES VEGETATIVES DE PROTOZOAIRES INTESTINAUX A L’HOPITAL DE ZONE SAINT JEAN DE DIEU DE TANGUIETA

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MINISTERE D’ETAT CHARGE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE

-*-*-*-*-*-*-*-*-*-*-*-

UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI -*-*-*-*-*-

ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI -*-*-*-*-*-*-

DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE -*-*-*-*-*-*-*-*-

RAPPORT DE FIN DE FORMATION POUR L’OBTENTION DU DIPLOME DE LICENCE PROFESSIONNELLE

Réalisé par :

Irenée Kossi AKPE

Tuteur : Superviseur : Mr Joseph E. N’DAYAKE Docteur S.P. ATCHADE, PHD

Technologiste biomédical Parasitologie-Mycologie Physiopathologie-Medecine Tropicale

Enseignant chercheur EPAC/UAC THEME : IDENTIFICATION DES FORMES VEGETATIVES

DE PROTOZOAIRES INTESTINAUX A L’HOPITAL DE ZONE SAINT JEAN DE DIEU DE TANGUIETA

ANNEE ACADEMIQUE : 2013-2014 7^ème promotion

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Réalisé par Irenée Kossi AKPE i

REPUBLIQUE DU BENIN -*-*-*-*-*-

MINISTERE D’ETAT CHARGE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET

DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE -*-*-*-*-*-

UNIVERSITE D’ABOMEY-CALAVI -*-*-*-*-*-

ECOLE POLYTECHNIQUE D’ABOMEY-CALAVI -*-*-*-*-*-*-

DIRECTEUR :

Professeur Félicien AVLESSI

DIRECTEUR ADJOINT ET CHEF SERVICE DES ETUDES ET DE LA PEDAGOGIE

Professeur Clément BONOU

DEPARTEMENT DE GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE -*-*-*-*-*-*-*-*-

CHEF DU DEPARTEMENT : Dr Julien A. G. SEGBO

77^è^èm^me^e PPrroommoottiioonn

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Réalisé par Irenée Kossi AKPE ii

LISTE DES ENSEIGNANTS DU DEPARTEMENT DU GENIE DE BIOLOGIE HUMAINE (GBH) (Années académiques 2010-2014) Enseignants permanents

N° NOM et Prénoms Matières enseignées 01 AHOYO Théodora Angèle Microbiologie Générale 02 AIKOU Nicolas Biochimie

03 AKPOVI D. Casimir Physiologie humaine et Biochimie 04 ANAGO Eugénie Biochimie Structurale et Métabolique 05 ATCHADE Pascal Parasitologie

06 BANKOLE Honoré Bactériologie Appliquée 07 LOKO S. Frédéric Biochimie Clinique 08 LOZES Evelyne Immunologie Générale

09 SECLONDE Hospice Immuno-Hématologie et Transfusion Sanguine

10 SEGBO A. G. Julien Biologie Générale, Biochimie Structurale, Biochimie Métabolique et Biologie Moléculaire

11 TOPANOU Adolphe Hématologie Générale

12 YOVO K. S. Paulin Physiologie Humaine, Pharmacologie et Toxicologie

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Enseignants vacataires

N° NOM et Prénoms Matières enseignées 01 ABLEY Sylvestre Déontologie Médicale 02 ADISSODA Cyrille Anglais

03 ADOMOU Alain Physique

04 AGBANGLA Clément Génétique Moléculaire

05 AGOSSOU Gilles Législation et Droit du Travail 06 AKOGBETO Martin Entomologie Médicale

07 ALITONOU Guy Chimie Organique

08 ANAGONOU Sylvère Education Physique et Sportive 09 AVLESSI Félicien Chimie Générale

10 AVOGNON I. K. Jérôme Anglais

11 BINAZON Claude César Soins Infirmiers et Phlébotomie 12 DARBOUX Raphaël Histologie

13 DESSOUASSI Noël Biophysique

14 DOSSEVI Lordson Techniques Instrumentales 15 DOSSOU Cyriaque TEMC

16 FOURN Léonard Santé Publique 17 HOUNNON Hyppolite Mathématiques

18 HOUNSOSSOU Hubert Biométrie et Anatomie Générale 19 MASLOKONON Vincent Histologie Générale

20 SENOU Maximin Histologie

21 SOCLO Henri Chimie Organique 22 YANDJOU Gabriel TEMC

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DEDICACE

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Réalisé par Irenée Kossi AKPE v

A l’Eternel Dieu d’amour et miséricorde,

Seigneur, nous venons déposer notre vie et cette carrière à vos pieds afin que vous nous illuminez et guidez infiniment nos pas.

Merci Seigneur ;

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REMERCIEMENTS

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Réalisé par Irenée Kossi AKPE vii

A notre cher maître de mémoire, Docteur Pascal S. ATCHADE,

c’est à la fois un honneur et un privilège pour nous que vous ayez accepté sans réserve de diriger ce travail malgré vos multiples occupations. Veuillez accepter notre reconnaissance et soyez rassuré d’un attachement sans pareil de part ;

A notrte père, Stanislas AKPE

ce travail est le fruit de ce que vous avez planté. Que Dieu vous bénisse et vous prête longue vie. Accepter donc ce travail comme le signe de ma reconnaissance ;

A notre mère chérie, Josephine GANGBE

vous qui m’avez entouré d’amour ; votre patience, votre courage et votre tendresse m’ont réconforté. Les mots me manquent pour évoquer toutes les qualités qui font de vous une mère exemplaire. Ce travail est le fruit de toutes vos peines. Que le tout puissant vous accorde une santé durable afin que vous puissiez en jouir pleinement ;

A nos grands frères et grandes sœurs

vous avez participé de près comme de loin à la réalisation de ce travail.

Affection fraternelle ;

Au frère Dieudonné AMEDJI, Messieurs Aristide DAH, Fréjus SENA, Joseph N’DAYAKE

pour avoir été à l’écoute de nos moindres difficultés et n’avoir ménagé aucun effort pour favoriser l’évolution de nos recherches. Nous vous remercions infiniment ;

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Réalisé par Irenée Kossi AKPE viii

A tous les bio-technologistes du laboratoire de l’hôpital Sain Jean de Dieu de Tanguiéta

vous n’avez ménagé aucun effort pour nous apporter votre aide et votre soutien moral dans la réalisation de cet ouvrage. Nous vous remercions Infiniment ;

A L. KINNIGBE, I. SOUMAÏLA, S. OROUNLA, N. OGOUGBE, E.

HOUNSA, M. de-SOUZA, O. EDJROKINTO, B. ZINSOU…

Je vous dédie ce travail en souvenir des joies et des peines vécus ensemble.

Heureuse carrière.

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HOMMAGES

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A NOTRE PRESIDENT DE JURY,

Nous vous remercions pour l’amabilité avec laquelle vous avez accepté de siéger à la présidence de notre jury.

AUX MEMBRES DE JURY,

Nous ne saurions jamais vous remercier assez pour la clairvoyance avec laquelle vous allez juger ce travail. Nous resterons persuader que vos remarques, critiques et suggestions nous aideront à améliorer la qualité scientifique de ce travail.

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Listes des abréviations et sigles :

E. histolytica : Entamoeba histolytica ; E. dispar : Entamoeba dispar ;

E. coli : Entamoeba coli ; B. coli : Balantidium coli ;

EPS: Examen parasitologique des selles ;

HZ-SJDT: Hôpital Saint Jean de Dieu de Tanguiéta ; ED : Examen direct ;

FV: Formes Végétatives ; APV : Alcool Polyvinylique ;

MASAC: Malnutrition Sévère Aigue avec Complication ;

CNT : Centre Nutritionnel ; IPS : Index Parasitaire Simple ; IPC : Index Parasitaire Corrigé ; IPsp : Index Parasitaire Spécifique ; IPP : Indice de Poly-Parasitisme ;

MGG : May-Grünwald et Giemsa ;

µm : micromètre.

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Réalisé par Irenée Kossi AKPE xii

Liste des tableaux

Tableau I : Spécificité et sensibilité des techniques de diagnostic sérologique de l'amibiase ... 11 Tableau II : prévalence des protozoaires digestifs dans la population étudiée ... 33 Tableau III : Répartition en classe des formes végétatives de protozoaires digestifs rencontrés ... 34 Tableau V : Prévalence des espèces d’amibes rencontrées ... 35 Tableau VI : Prévalence des espèces de flagellés ... 37 Tableau IV : Répartition des différents groupes de protozoaires en fonction de la consistance des selles ... 38 Tableau VII : Prévalence des formes végétatives en fonction de la technique utilisée ... 39

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Liste des figures

Figure 1 : kyste d’E. histolytica ... 7

Figure 2: Trophozoïte d'E. histolytica ou E. dispar ... 8

Figure 3: Trophozoïtes d'E. histolytica ... 8

Figure 4 : Formes végétatives de Giardia intestinalis ... 13

Figure 5 : Kyste de Giardia intestinalis. ... 14

Figure 6 : Forme végétative de Trichomonas intestinalis ... 16

Figure 7: Forme végétative de Balantidium coli ... 18

Figure 8: Kyste de Balantidium coli ... 18

Figure 9 : Répartition des formes de protozoaires digestifs rencontrées ... 33

Figure 11: Forme végétative de grande taille d’Entamoeba coli ... 36

Figure 12: Forme hématophage d’Entamoeba histolytica ... 36

Figure 13: Forme végétative de grande taille d’Entamoeba histolytica ... 36

Figure 14: Forme végétative de Giardia intestinalis coloré au May-Grunwald et Giemsa ... 37

Figure 15: Trichomonas intestinalis coloré au May-Grunwald et Giemsa. ... 37

Figure 16 : Répartition des cas positifs en fonction du sexe. ... 40

Figure 17 : Répartition des cas positifs en fonction de l’âge ... 40

Figure 18 : Répartition des différents groupes de protozoaires en fonction du diagnostic. ... 41

Figure 19: Prévalence des différentes associations ... 42

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RESUME

Les parasitoses intestinales avec une prédominance des protozooses digestives constituent un problème de santé publique dans les pays en voie de développement. Durant notre stage nous avons remarqué que les formes végétatives de protozoaires digestifs sont rarement diagnostiquées. Notre étude se propose de connaître la fréquence de ces protozoaires dans les selles des malades reçus à l’hôpital Saint Jean de Dieu de Tanguiéta pour examen des selles. Il s’agit d’une étude de prévalence descriptive et prospective réalisée sur une période de trois mois, de Juin à Août 2014.

La recherche des formes végétatives de protozoaires intestinaux dans les selles humaines a nécessité un examen parasitologique des selles par des techniques appropriées. La prévalence des protozoaires est 52,69%. Les flagellés (55,42%) sont représenté par Giardia intestinalis et Trichomonas intestinalis (55,36% vs 44,64%) ; les amibes (31,33%) par Entamoeba coli (44,44%), Entamoeba histolytica (07,23%), Endolimax nana (16,67%) et les ciliés par Balantidium coli (1,20%).

La tranche d’âge dont les patients sont plus parasités est de 5 à 10ans et s’ensuit celle de 0 à 5ans. Notons que la majorité des patients parasités est du sexe masculin.

La coproculture s’est révélé plus sensible que l’examen direct (59,04% vs 40,96%) pour la recherche des protozoaires digestifs parce que le test khi² a donné une différence statistique significative (p=0.029).

La fréquence des selles diarrhéiques est élevée dans la population étudiée (53,01%).

Mots clés : Protozoaires intestinaux, coproculture.

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Réalisé par Irenée Kossi AKPE xv

ABSTRACT

Intestinal parasitoses with a predominance of the digestive protozooses constitutes a public health problem in the developing countries. During our practicum we noticed that the vegetative shapes of digestive protozoa are rarely diagnosed. Our survey intends to know the frequency of these protozoa in the stools of the patients received at the hospital Saint Jean de Dieu de Tanguiéta for stools exam. It is about a descriptive and prospective prévalence survey achieved on one period of three months, of June to August 2014.

The research of the vegetative shapes of intestinal protozoa in the human stools required a parasitological exam of the stools by suitable techniques.

The prévalence of the protozoa is 52,69%. flagallate (55,42%) are represented by Giardia intestinalis and Trichomonas intestinalis (55,36% vs 44,64%);

amoebas (31,33%) by Entamoeba coli (44,44%), Entamoeba histolytica (07,23%), Endolimax nanus (16,67%) and the ciliate by Balantidium coli (1,20%).

The age group whose patients are parasitized more is from 5 to 10 years and follows the one of 0 to 5 years. we note that the majority of the patients parasitized is the masculine sex.

Feces-culture proved to be more sensitive than the direct exam (59,04% vs 40,96%) for the digestive protozoan research because the test khi ² gave a meaningful statistical difference (p=0.029).

The frequency of the stools diarrhéiques is raised in the studied population (53,01%).

Key words: Intestinal protozoa, feces-culture.

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Sommaire

INTRODUCTION ... 1

PREMIERE PARTIE : GENERALITE SUR LES PROTOZOOSES INTESTINALES ... 4

DEUXIEME PARTIE : MATERIEL-METHODES ... 20

TROISIEME PARTIE :RESULTATS ET DISCUSSIONS ... 32

CONCLUSION ET RECOMMANDATIONS ... 44

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ... 44

TABLE DES MATIERES ... 44

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Réalisé par Irenée Kossi AKPE Page 1

INTRODUCTION

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Les parasitoses intestinales sont étroitement liées à l'absence d’hygiène et/ou manque de latrines et d’eau potable. De ce fait, elles sont devenues relativement rares dans les pays industrialisés, ce qui n’est pas le cas des pays en voie de développement [1] dont le Bénin. Selon les estimations de l'Organisation Mondiale de la Santé (OMS) pour l'année 2002, le nombre de personnes infestées par les parasites intestinaux, avoisine 3,5 milliards, et celui de personnes atteintes de parasitoses du tractus digestif est d'environ 450 millions [2].

Les facteurs qui concourent à l’endémicité et à la pérennisation de la transmission de ces maladies parasitaires restent très divers et complexes. La répercussion des parasitoses sur la santé humaine est plus ou moins grave et dépendent de : l’espèce parasitaire en cause, l’intensité de l’infestation, la nature des interactions entre le parasite et son hôte. L’état nutritionnel et immunitaire des populations concernées jouent un grand rôle [3, 4].

De nombreuses études ont signalé la grande prévalence des parasitoses intestinales chez les enfants vivants en milieu tropical [5].

Ces études ont porté sur la prévalence des différents parasites intestinaux en général et ont souvent montré une prédominance des protozoaires diagnostiqués sous leurs formes de résistances (Kystes). Les formes végétatives des amibes et flagellés sont rarement signalés au cours des examens de selles courant alors qu’ils sont les plus incriminés au cours des protozooses digestives.

C’est pourquoi nous nous sommes fixé comme objectif générale de ce travail de rechercher et d’identifier les formes végétatives de protozoaires rencontrées dans les selles des patients consultant l’Hôpital de zone Saint Jean de Dieu de Tanguiéta (HZ-SJDT).

(20)

Il s’agit spécifiquement de :

Déterminer la prévalence des formes végétatives de protozoaires rencontrés à HZ-SJDT ;

Identifier les formes végétatives de protozoaires intestinaux par des techniques de coloration et en se basant sur des clés d’identifications.

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PREMIERE PARTIE :

SYNTHESE SUR LES PROTOZOOSES INTESTINALES

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1.1. Quelques Définitions

Parasite: Tout être vivant, animal ou végétal qui se développe aux dépens d'un autre. Il est, en principe, toujours nuisible pour son hôte, exerçant ainsi un pouvoir pathogène [6] ;

Parasitisme: Comportement d'individus vivant aux dépens d'autres êtres vivants. L'individu ou les individus qui permettent ainsi la vie des parasites sont appelés hôtes [6] ;

Hôte définitif : c’est l’hôte qui héberge la forme adulte sexuellement mature du parasite ;

Hôte intermédiaire : c’est l’hôte qui permettra au parasite de passer par une succession de stades intermédiaire aboutissant a la forme infectante du parasite ; cet hôte intermédiaire pouvant être un acarien, un insecte un mollusque etc…

1.2. Amibiases

L’amibiase est l'une des trois principales maladies parasitaires responsables de mortalité dans le monde après le paludisme et la bilharziose [7 ; 8].

Elle est causée par un protozoaire qui infecte majoritairement l’homme et se manifeste sur deux formes principales :

L’amibiase intestinale aiguë ; L'amibiase hépatique ou tissulaire.

Le parasite reste une menace dans toute la zone intertropicale et réapparaît dans de nouveaux foyers [9].

(23)

1.2.1. Agent pathogène

Il existe chez l'homme 3 genres comprenant plusieurs espèces d'amibes [10]:

Genre Entamoeba

Entamoeba histolytica ; Entamoeba dispar ;

Entamoeba hartmanni ;

Entamoeba coli ; Entamoeba polecki.

Genre Pseudolimax

Iodamoeba butschlii.

Genre Endolimax

Endolimax nanus.

Le parasite responsable de la maladie est Entamoeba histolytica. C'est la seule amibe intestinale dont la pathogénicité chez l'homme soit certaine [11].

Il a longtemps été considéré que seulement 10% des porteurs développaient une pathologie amibienne bien que l'hypothèse de deux espèces, morphologiquement identiques, dont l'une serait pathogène (E. histolytica) et l'autre non pathogène (E. dispar), ait été évoquée dès 1925 par Brumpt [12].

Ce n'est que depuis 1993 que l'existence de ces deux espèces a été reconnue [13]. Le parasite se présente sous trois formes :

Une forme kystique (figure 1) qui est la forme de résistance et de dissémination car les kystes sont éliminés dans les selles. Son portage traduit l'amibiase infestation. A ce stade-là, il est impossible de différentier morphologiquement E. histolytica d'E. Dispar.

(24)

Figure 1 : kyste d’E. histolytica Source : [14]

Deux formes végétatives ou trophozoïtes (figure 2) :

La forme hystolitica minuta, non pathogène et non hématophage qui traduit l'amibiase infestation ou portage asymptomatique.

Sous l’influence de certains facteurs entrainant une fragilisation de la muqueuse intestinale, la forme minuta, inoffensive peut se transformer en forme histolytica, amibe hématophage, histolytique, nécrosante, responsable de la dysenterie amibienne. Sous cette forme, l’amibe ne s’enkyste jamais mais elle pénètre la muqueuse intestinale en créant des ulcérations et peut engendrer des lésions extra-intestinales (abcès amibiens du foie, du poumon, du cerveau… etc) par dissémination par voie sanguine, lymphatique ou directe [15, 16].

La forme histolytica histolytica, hématophage, pathogène qui traduit l'amibiase maladie, caractérisée par son potentiel invasif et cytotoxique [11,17, 18]. C'est la présence d'une ou plusieurs hématies dans l'amibe, sa mobilité et sa taille qui permettent d'affirmer le diagnostic d'amibiase à E.

histolytica (figure 3) [14].

(25)

Figure 2: Trophozoïte d'E. histolytica ou E. dispar Source : [14]

Figure 3: Trophozoïtes d'E. histolytica Source : [14]

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1.2.2. Mode de transmission

Le mode de transmission de l’amibiase est oro-fécale. Dans toutes les régions où il existe des risques de contamination de l'eau et des aliments par les déjections humaines, le risque d'amibiase est important. Ces régions sont essentiellement localisées en zone intertropicale mais le facteur climatique intervient peu. On estime que 500 millions de personnes sont colonisées par Entamoeba dispar (non pathogène), mais un pourcentage variable d'entre eux (1 à 20%) est porteur de Entamoeba histolytica, responsable d'un nombre très important d'épisodes dysentériques chaque année et d'une mortalité estimée entre 40 000 et 100 000 personnes par an.

Les pratiques sexuelles orales et anales sont un facteur de risque de transmission.

L'amibiase intestinale affecte tous les âges de la population, mais l'amibiase hépatique est beaucoup plus fréquente chez les hommes entre 18 et 50 ans. L'influence de la consommation d'alcool a été rapportée [9].

1.2.3. Manifestations cliniques

1.2.3.1. L’amibiase intestinale aiguë

Elle est caractérisée sur le plan clinique par des épreintes, ténesmes, diarrhées [19] …etc.

1.2.3.2. L’amibiase hépatique

Le foie est la principale localisation de l'amibiase tissulaire, mais le poumon et le cerveau peuvent aussi être atteint. Les manifestations hépatiques peuvent apparaître plusieurs mois ou années après la contamination [9].

Le début est progressif, concomitant ou non d'un épisode dysentérique, et se caractérise par :

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Douleur de l'hypochondre droit irradiant vers l'épaule (douleur en bretelle) ;

Fièvre précoce, en plateau à 39-40°C, avec altération de l'état général ;

Hépatomégalie constante, lisse, douloureuse à l'ébranlement.

Des manifestations pulmonaires à la base droite peuvent être retrouvées mais il n'y a généralement pas d'ictère. L'évolution est toujours défavorable en l'absence de traitement.

1.2.4. Diagnostic biologique

1.2.4.1. L’amibiase intestinale aiguë [9]

L'examen parasitologique des selles fraîchement émises permet de retrouver les kystes et parfois les formes végétatives du parasite.

L'observation microscopique doit être effectuée rapidement et le diagnostic d'espèce nécessite un observateur expérimenté.

Cet examen doit être répété trois fois pour augmenter la sensibilité du diagnostic. L'examen microscopique doit être complété par l'utilisation de méthodes permettant de différencier Entamoeba histolytica et Entamoeba dispar, Recherche d'adhésine spécifique par ELISA, ou génomique (PCR), afin de ne pas attribuer une dysenterie bactérienne à cette dernière, non pathogène. En l'absence de ces méthodes, c'est donc le complexe E.

histolytica/ dispar qui est mis en évidence.

Une coproculture est aussi toujours nécessaire pour éliminer les étiologies bactériennes. La sérologie de l'amibiase est négative ou faiblement positive à ce stade (sauf en cas de dysenterie importante).

1.2.4.2. L’amibiase viscérale [20]

Dans le contexte de localisation profonde, l'examen microscopique des selles est la plupart du temps négatif et peu informatif car les amibes ne s'enkystent pas quand la maladie est viscérale. La ponction des abcès peut être

(28)

recommandée en cas de risque de rupture ou de compression de veines ou d'artères. Cependant dans ce type de prélèvement, on ne retrouve que très rarement la présence d'amibes à l'examen direct, car elles restent localisées dans la paroi de l'abcès. Il est par ailleurs possible de détecter l'antigène Gal/GalNac qui est spécifique d'E. histolytica/dispar dans le pus d'abcès car il existe des anticorps monoclonaux dirigés contre cet antigène. Ce test est récent donc encore faiblement utilisé bien que sa sensibilité soit bonne [21].

On a donc recours pour ce diagnostic, aux techniques sérologiques, souvent dans un contexte d'urgence.

On peut observer dans le tableau I les différentes techniques utilisées dans le diagnostic de l'amibiase viscérale ainsi que leurs sensibilités respectives.

Certaines équipes ont utilisé les kits de détection d'antigènes dans les selles afin de mettre en évidence des antigènes sériques circulants. Les résultats indiquent que ceux-ci peuvent être présents dans la phase précoce de la maladie [22, 23]. Cependant, à l'heure actuelle, ces tests ne sont pas validés pour cette utilisation.

Tableau I : Spécificité et sensibilité des techniques de diagnostic sérologique de l'amibiase

Technique Sensibilité (%) Spécificité (%)

IFI 100 90

ELISA 100 90

HAI 95 97

Latex 91 97

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1.3. Les flagelloses 1.3.1. Giardiase

La giardiase, causé par le protozoaire flagellé Giardia intestinalis, est une cause fréquente de diarrhée [24, 25]. Elle peut avoir un impact négatif sur la croissance et le développement des enfants [29] et affecte approximativement 200 million de personne par an dans le monde [27].

1.3.1.1. Agent pathogène [9]

Giardia intestinalis est un protozoaire flagellé qui colonise l’intestin (duodénum). Le parasite se présente sous deux formes : la forme végétative, ou trophozoïte (figure 4), qui est responsable de la maladie, et la forme kystique (figure 5) qui est responsable de la survie dans le milieu extérieur et la contamination.

Forme végétative [10]

La forme végétative vit au niveau du duodénum, à la surface de la muqueuse, où elle se multiplie par division binaire. On en trouve donc à l'état pur dans le liquide de tubage duodénal, ce qui peut servir pour faire son diagnostic. C'est le seul flagellé qui habite dans le duodénum. Dans les infections intenses, Giardia intestinalis peut envahir une partie de l'intestin grêle. On trouve ainsi les formes végétatives de Giardia intestinalis dans les selles diarrhéiques, avec accélération du transit au niveau du grêle.

taille: longueur 10-20 µm/largeur 5-12 µm épaisseur 2 µm ; forme : face aplatie, en toupie, en cerf-volant.

(30)

Réalisé par Irenée Kossi AKPE Page 13 Figure 4 : Formes végétatives de Giardia intestinalis

Source : [28]

Forme kystique [10]

Taille : 8-13 μm/8-9 μm ; Forme : ovale, régulier ;

Contour : il est lisse et assez mince, assez réfringent ;

Contenu : le cytoplasme du kyste est plus petit que son enveloppe, si bien qu'il existe un vide donnant l'impression d'une double coque (figure 5).

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Figure 5 : Kyste de Giardia intestinalis.

Source : [10]

1.3.1.2. Mode de transmission [19]

La voie de contamination est essentiellement digestive. L’homme s’infeste en ingérant des kystes infectieux de Giardia intestinalis qui, parvenus au niveau du duodénum vont donner naissance à des formes végétatives.

1.3.1.3. Manifestations cliniques [9]

La symptomatologie est très variée, entre le portage asymptomatique fréquent et les formes graves rares.

Les manifestations les plus fréquentes débutent 1 à 3 semaines après la contamination et sont marquées par une diarrhée modérée, des douleurs abdominales hautes, épigastriques, des nausées et une anorexie. Une perte de poids, une distension abdominale, des selles malodorantes et décolorées sont observées. La fièvre ou la présence de sang ou de mucus dans les selles sont rares.

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Les symptômes peuvent persister plusieurs mois avec des épisodes d’exacerbation et des manifestations d’infection chronique, chez les enfants en particulier. En cas d'infection chronique et massive, des signes de malabsorption (stéatorrhée) peuvent apparaître avec des carences vitaminiques. Une intolérance au lactose est parfois observée au cours de la maladie.

1.3.1.4. Diagnostic biologique [9]

Le diagnostic biologique repose sur des examens parasitologiques des selles répétés. On met fréquemment en évidence les kystes, plus rarement les trophozoïtes en cas de diarrhée à transit rapide. L'examen d'un seul échantillon de selles donne une sensibilité de 60 à 80%, alors que l'examen de trois échantillons successifs donne plus de 90% de sensibilité.

Dans certains cas, l'aspiration de liquide duodénal permet de faire le diagnostic. La recherche d'antigènes spécifiques dans les selles par différentes méthodes immunologiques est très performante, mais peu de laboratoires la pratiquent en routine.

La culture et les tests de sensibilité aux médicaments sont réservés à quelques laboratoires spécialisés.

La sérologie est sans intérêt, les parasites restant intra-luminaux.

L’hémogramme est normal. Le diagnostic différentiel doit être fait avec les étiologies virales et bactériennes ; elles sont toutefois réfutées par le tableau clinique général et par le caractère plus intense de la diarrhée. La giardiase présente cliniquement des points communs avec les infections par d’autres parasites (Cryptosporidium, Cyclospora) dont la différence sera faite par l’examen parasitologique des selles.

(33)

1.3.2. Trichomonose intestinale

La trichomonose intestinale est une parasitose cosmopolite très fréquente dans les pays tropicaux. L’agent pathogène ne forme pas de kystes et ses formes végétatives survivent plusieurs jours dans les selles humides [28].

1.3.2.1. Agent pathogène

Il n'existe pas de forme kystique pour les Trichomonas. La forme végétative (figure 6) mobile, en amande, incolore, réfringente à l’état frais mesure 10-15 µm de long sur 7 µm de large. Elle présente un axostyle qui traverse la cellule et dépasse en arrière du corps, un noyau ovalaire à la partie antérieure du corps et un kinétoplaste d'où partent 4 flagelles libres antérieurs et 1 flagelle récurrent formant une membrane ondulante, qui s’arrête au 2/3 de la longueur du corps. Ce sont les flagelles qui assurent la mobilité (tourne sur elle-même). Lorsque la température baisse, la forme végétative s’arrondit et la mobilité diminue [9].

Figure 6 : Forme végétative de Trichomonas intestinalis Source : [28].

(34)

1.3.2.2. Mode de transmission

L’infestation humaine est la conséquence des mains salles. La contamination se fait nécessairement par voie orale ou digestive [19].

1.3.2.3. Manifestations cliniques

On note un syndrome d’entéro-colite qui comprend:

Des selles diarrhéiques contenants du mucus ;

Des douleurs abdominales vagues à localisation colique ; Une perturbation quasi-constante du milieu intestinale.

La parasitose peut guérir spontanément ou régresser totalement sous l’influence du traitement d’une amibiase associée [19].

1.3.2.4. Diagnostic biologique

Il repose sur la découverte du parasite dans les selles au cours des examens parasitologiques des selles à l’état frais [19].

La recherche se fait dans les selles fluides ou pâteuses, mais jamais dans les selles moulés ou conservées au réfrigérateur [28].

1.4. Balantidiose

1.4.1. Agent pathogène [19]

Balantidium coli est un parasite rare. C’est un parasite habituel du porc qui peut parasiter un autre animal ou l’homme. La forme végétative du parasite est ciliée sur toute sa surface ; elle mesure 70 à 200 µm. sa forme kystique est sphérique et mesure 50 µm.

Forme végétative de Balantidium coli

Le trophozoïte est de forme ovoïde, Il est extrêmement mobile grâce à une rangée de cils vibratoires, mais un examen pratiqué sur des selles non fraîches montre des formes très peu mobiles, rendant alors l'identification délicate. Il mesure 60 à 80 μm, mais peut atteindre 150 à 200 μm (figure 7). Le

(35)

macronucléus réniforme et excentré, et un autre plus petit, le micronucléus, difficile à voir, ainsi que plusieurs vacuoles.

Figure 7: Forme végétative de Balantidium coli Source : [29].

Kyste de Balantidium coli Taille : 50 à 60 µm de diamètre ;

Forme Et Contour : arrondi et à paroi épaisse ; Contenu : possédant également deux noyaux.

Figure 8: Kyste de Balantidium coli Source : [29].

(36)

1.4.2. Mode de transmission

L'homme se contamine par ingestion accidentelle de kystes avec l'eau ou les aliments souillés. Les kystes se transforment en trophozoïtes qui se localisent au niveau du colon. Ceux-ci sont éliminés dans les fèces et s'enkystent. Les cas humains sont essentiellement rapportés chez les personnes vivant au contact des porcs, particulièrement dans les zones de mauvaise hygiène. B. coli est un parasite cosmopolite, mais observé surtout en zones tropicales. La balantidiose a été décrite chez l'homme en Afrique, en Amérique du sud (Pérou, Bolivie), en Nouvelle-Guinée, en Inde, .... Elle a été rapportée dans l'océan Indien à Madagascar et à La Réunion [30, 31].

1.4.3. Manifestations cliniques

La balantidiose est le plus souvent asymptomatique. Dans les cas symptomatiques, elle est cause d'une diarrhée glairo-sanglante et fait évoquer une amibiase colique ou une trichocéphalose. Chez les malades non traités, les trophozoïtes envahissent la muqueuse colique, peuvent être cause de complications à type d'appendicite, de perforation colique ou de localisations secondaires (hépatique ou pleuro-pulmonaire). Une forme suraiguë mortelle a été rapportée chez une Ivoirienne [32].

1.4.4. Diagnostic biologique

Il repose en tout premier lieu sur l'examen parasitologique direct des selles fraîchement émises, mais l'élimination est intermittente, d'où la nécessité de répéter les examens.

La coloscopie montre des ulcérations de la paroi colique, prédominant dans le recto sigmoïde, et les biopsies coliques sous coloscopie faites sur les bords des ulcérations qui objectivent une nécrose de la muqueuse et de la sous muqueuse coliques avec présence de parasites.

(37)

DEUXIEME PARTIE :

MATERIEL-METHODES

(38)

2.1. CADRE

Notre étude a eu pour cadre l’Hôpital Saint Jean de Dieu de Tanguiéta au Bénin, un centre de santé confessionnel au rang d’hôpital de zone mais qui fait office d’hôpital de référence internationale et fréquenté non seulement par les béninois mais aussi par les burkinabés, les togolais, et les nigériens.

2.1.1. Direction Départemental de la Sante (DDS) Atacora / Donga

La DDS Atacora-Donga coiffe les deux départements du Nord-Ouest du pays : l’Atacora et la Donga. Son siège se trouve à Natitingou qui est le chef- lieu du département de l’Atacora. La pyramide sanitaire nationale place la DDS au niveau intermédiaire. Le niveau périphérique est constitué de cinq zones sanitaires. Dans l’Atacora on a trois zones sanitaires : Kouandé, Natitingou, Tanguiéta. Quant à la Donga il existe deux zones sanitaires : Djougou et Bassila. Les hôpitaux de zone située aux chefs lieu de ces départements sont des structures de référence pour le niveau périphérique.

2.1.2. Zone Sanitaire de Tanguiéta (ZST)

D’une superficie de 7900km², elle est située au Nord-Ouest du Bénin et compte les communes de Tanguiéta, Matéri et Cobly. Elle est limitée au Sud par la commune de Boukombé et la frontière du Togo, à l’Est par les communes de Toucountouna, Kouandé et Kérou, au Nord et à l’Ouest par le Burkina Faso.

La ZST couvre 126 villages ou quartiers de ville répartis dans quinze arrondissements. Elle couvre 18 aires sanitaires ayant chacune au moins un centre de santé. Elle a pour hôpital de zone un hôpital confessionnel : l’Hôpital Saint Jean de Dieu de Tanguiéta.

(39)

2.1.3. Hôpital de Zone Saint Jean de Dieu (HZ-SJDT)

Situé dans la zone sanitaire de Tanguiéta-Matéri-Cobly dans le département de l’Atacora au nord-ouest du Bénin, l’hôpital Saint Jean de Dieu est un hôpital confessionnel fondé en 1970 par la province LOMBARDO- VENETA de Milan de l’ordre hospitalier de Saint Jean de Dieu. Il a été institué par arrêté ministériel N^o622/MSP/DC/SGM/CADZS du 14 décembre 1998 et par décision du gouvernement du 10 mai 2000.

C’est un hôpital de 231 lits qui dispose de plusieurs départements de soins, d’un plateau technique assez fourni et d’un laboratoire d’analyse biomédicale qui est notre service d’accueil.

2.1.4. Le Laboratoire

Le laboratoire de l’hôpital Saint Jean de Dieu dispose d’unités de parasitologie, de biochimie, de sérologie, d’immuno-hématologie, de virologie, et de bactériologie réduite c'est-à-dire se limitant à l’examen direct et au GRAM.

Notre étude s’est déroulé dans la section de parasitologie ou plusieurs examens sont réalisés. Il s’agit de :

L’examen parasitologique des selles ;

L’examen des gouttes épaisses après coloration ; La recherche des microfilaires.

(40)

2.2. MATERIEL 2.2.1. Echantillon

Notre étude a porté sur 186 échantillons de selles fraiches dont presque la moitié nous est parvenu du Centre Nutritionnel qui est une subdivision du service de la pédiatrie de l’hôpital Saint Jean de Dieu de Tanguiéta. Le reste des échantillons de selles étudiées nous sont envoyé par les services internes de Médecine, Pédiatrie, chirurgie, Urgence et les externes.

2.2.2. Patient

L’étude a porté sur l’ensemble des patients consultant l’hôpital de zone Saint Jean de Dieu de Tanguiéta pour coprologie parasitaire présentant un signe de diarrhée et les enfants internés au Centre Nutritionnel (CNT) de HZ- SJDT.

2.2.3. Réactif

Sérum physiologique ;

Chlorure de sodium…………...……….…...9 g

Eau distillé (QSP)………...………..….………1000 ml

May-Grunwald et Giemsa [33]

May-Grunwald

• Eosine de bleu de méthylène………..….3 g

• Alcool méthylique pur pour analyses et neutre…..….1000ml

Giemsa

• Azur II éosine………...………...……...3 g

• Azur II………....….0,8 g

• Glycéride pure pour analyse (D 1,26)…………..……..1,26 g

• Alcool méthylique pur………..…..375 g

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Trichrome de Gomori

2.2.4. Equipement

Microscope électrique binoculaire ; Microscope à contraste de phase ; Bain marie.

2.2.5. Autres matériels

Pots à large ouverture pour le prélèvement des selles ; Applicateur ;

Compresse à gaze ; Gants en latex ; Pipettes pasteurs ; Lames et lamelles ;

Tubes coniques de 10ml gradués et portoirs adaptés ;

Flacon compte-goutte contenant du bleu de méthylène tamponné ; Papier buvard ;

Portoirs métalliques ; Boites de Pétri.

(42)

2.3. METHODES

2.3.1. Période et type d’étude

Nous avons eu à réaliser une étude prospective de type transversale à viser descriptive qui a couvert la période de Mai à Août 2014.

2.3.2. Cas positifs

Un sujet est considéré parasité lorsque l’examen direct suivi par la technique complémentaire des selles révèle la présence d’un ou plusieurs protozoaires sous diverses formes : kyste et forme végétative [34].

2.3.3. Phases préliminaires

Avant de commencer notre étude, nous avons pris contact avec le personnel des services de pédiatrie, de médecine, d’urgence et du CNT de l’hôpital Saint Jean de Dieu de Tanguiéta. Des explications concernant les objectifs de l’enquête ont été données pour la prescription d’un examen parasitologique des selles fraîche dans le cadre du diagnostic aux patients.

Nous avons eu à réaliser une fiche d’enquête (annexe) dont nous nous sommes servi pour la collecte des informations.

2.3.4. Prélèvement

En raison de la fragilité de nombreux protozoaires digestifs et de la nécessité de ne pas modifier leur morphologie pour pouvoir les identifier avec certitude, le prélèvement a constitué une étape non négligeable de l’examen parasitologique des selles.

Le recueil des selles a été fait dans un pot en plastique propre et sec à large ouverture. Pour le prélèvement des selles, les étapes suivantes ont été suivies :

(43)

Fournir au patient (quand il s’agit des enfants le flacon est remis au parent ou au garde malade) un flacon à large ouverture muni d’un couvercle auquel est greffé un applicateur. Le flacon est étiqueté lisiblement ;

Demander au patient d’émettre les selles directement dans le flacon ou sur un morceau de papier (plastifié) et de mettre ensuite les selles dans le flacon en prenant soin de ne pas les mélanger à l’urine ni de les souiller ;

Emettre les selles dans le laboratoire ou les convoyer le plus rapidement possible au laboratoire pour l’examen microscopique car certaines formes végétatives peuvent se décomposer ou se modifier assez rapidement après l’émission des selles et ne seront plus reconnaissables.

2.3.5. Conduite de l’examen parasitologique des selles

A la réception de chaque prélèvement, un Examen Parasitologique des Selles « EPS » est réalisé. Il a regroupé un examen macroscopique ; un examen microscopique direct à l’état frais, un examen microscopique après colorations au Trichrome de Gomori en présence de forme végétative d’amibe; la coloration au May-Grunwald et Giemsa (MGG) et la coproculture.

2.3.5.1. Examen macroscopique

L’examen macroscopique parasitaire des selles étudie trois caractéristiques [35]:

La consistance

Son appréciation est très importante dans le cadre du diagnostic des protozooses digestives évolutives aigues. En effet, si la consistance fécale est indifférente pour la mise en évidence des vers et des kystes de protozoaires digestives, il n’en est pas de même pour les formes végétatives qui ne se

(44)

rencontrent habituellement que dans les selles liquides ou en bouses, glaireuses ou glairo-sanguinolente….etc.

Les éléments surajoutés non fécaux

Ces éléments sont :

Le mucus qui traduit une certaine irritation de muqueuse colique ;

Le sang dont la présence doit absolument être signalée ;

Le pus dont la présence correspond à une abondance

microscopique en leucocytes altérés, traduction d’une surinfection bactérienne.

La présence de parasites visibles à l’œil nu

EX : Ascaris lombricoïde ; oxyure ; anneau de Ténia…etc.

2.3.5.2. Examen microscopique direct à frais

En coprologie parasitaire, l’examen direct est indispensable et obligatoire.

Il permet de détecter les trophozoites mobiles des protozoaires, des larves mobiles de Strongloides sp. Il peut aussi permettre de détecter les parasites qui se concentrent difficilement [36].

Le mode opératoire diffère selon la consistance des selles [35] :

Selles de dysenterie

Ce sont des selles afécales, glaireuses ou sanguinolentes avec parfois de caillots de sang, ceux-ci seront prélevés avec une anse de platine et déposés sur une lame porte objet propre, recouverte d’une lamelle et examinées immédiatement après étalement.

(45)

Selles de diarrhée

Prélever les selles à l’aide d’une pipette pasteur et les monter sur une lame porte objet sans dilution. Recouvrir le tout d’une lamelle et examiner immédiatement au microscope.

Selles de consistance normale

Noter sur le bulletin d’examen, la couleur et la consistance des selles, l’existence de filets de sang ou de mucus. La présence éventuelle d’anneaux de ténia voire parasites adultes, qui seront prélevés à la pince et examinés au grossissement 4X.

Pour les selles pâteuses, prélever à l’aide d’une anse de platine après avoir piqué en plusieurs endroits des selles, une petite quantité de matière fécale.

Diluer le fragment de selles dans une goutte d’eau physiologique préalablement déposée sur une lame porte objet, de façon à obtenir un étalement fin. Recouvrir l’étalement d’une lamelle et observer au microscope.

2.3.5.3. Examen après coloration au Trichrome de Gomorii

Cette technique est très fiable pour colorer les selles fraîches comme les selles fixées à l’alcool polyvinylique.

Technique :

Inscrire le numéro de l’échantillon sur un côté de la lame avec un crayon gras ;

Réaliser l’étalement d’une mince couche de matiére fécale ;

Fixer dans le fixateur de Schaudium pendant 1 heure à température ambiante ;

Saisir la lame avec une pince et l’égoutter ;

Laisser dans la solution d’iode dans l’alcool pendant une minute et l’égoutter ;

(46)

Plonger 2 fois de suite dans l’éthanol à 70% pendant une minute et l’égoutter;

Colorer avec la solution de trichrome pendant 8 minutes et l’égoutter ;

Décolorer avec la solution d’alcool-acide acétique ;

Plonger une fois dans l’éthanol à 95% pendant 2 seconde au plus ; Plonger dans l’éthanol absolu pendant une minute ;

Plonger dans le xylène 2 à 3 minutes ;

Retirer, l’égoutter et recouvrir d’une lamelle ;

Poser la lame sur un papier buvard et laisser glisser la lamelle.

2.3.5.4. Coloration au MGG [33]

Technique

Disposer les frottis sur le support de coloration ;

Recouvrir entièrement les frottis avec le colorant de May GRUNWALD et attendre 3 min ;

Ajouter une quantité comparable d’eau tamponne ou distillé et souffler légèrement pour que le colorant se mélange à l’eau ;

Attendre 5min ;

Rejeter ce premier colorant et recouvrir les frottis avec du Giemsa dilué ;

Laisser les frottis au contact avec le deuxième colorant pendant 10 à 30 min ;

Rejeter le dernier colorant et rincer abondamment les frottis à l’eau courant, en les maintenant en position horizontale ;

Essuyer le revers du frottis avec le tampon d’alcool ;

Laisser les frottis se sécher à l’air libre sur un râtelier (ou mettre en position légèrement inclinée contre la paillasse).

(47)

2.3.6. La coproculture Indications

Cette technique permet la recherche des larves d’helminthes, de faire le diagnostic des formes végétatives d’amibes, des flagellés et des ciliés [35].

Elle permet la différentiation entre larve de Necator americanus et Ankylostoma duodenale qui est très importante à cause des conséquences cliniques et thérapeutiques différentes pour ces deux espèces d’ankylostome.

Mode opératoire

Envelopper deux à trois lames porte objet dans du papier buvard ;

Mettre le tout dans une boite de pétri ;

Etaler sur le papier buvard une mince couche de selles ; Ajouter 10 ml d’eau physiologique stérile ;

Mettre le tout à l’étuve à 25°c ;

Examiner au microscope tous les jours pendant au moins huit jours, les gouttelettes d’eau de condensation formées sur le couvercle.

2.3.7. Méthodes d’identifications

Pour l’identification des formes végétatives de protozoaires, nous nous sommes servis des colorations au Giemsa, au trichrome de Gomorii et des clés d’identifications (annexe).

2.3.8. Variables et Méthode de calcul 2.3.8.1. Variables

Les variables étudiés au cours de l’étude sont l’âge, le sexe, la provenance, l’aspect macroscopique, le diagnostic, la technique utilisée et le type de parasite rencontré.

(48)

2.3.8.2. Méthode de calcul

Calcul de l’index parasitaire simple (I.P.S) [37,38]

La prévalence globale du portage parasitaire ou index parasitaire simple (IPS) représente le pourcentage d’examens positifs par rapport au nombre total des examens effectués.

IPS= ^{ே௢௠௕௥௘ௗ}^′ா௉ௌ௣௢௦௜௧௜௙௦

ே௢௠௕௥௘ௗ^′ா௉ௌ௘௙௙௘௖௧௨é௦ × 100

Calcul de l’Index Parasitaire Corrigé (I.P.C) [37,38]

Il correspond au nombre de parasites retrouvés par rapport au nombre total d'examens effectués, et s'exprime en pourcentage.

Index Parasitaire Spécifique (I.P.Sp) [37, 38,39]

C'est le pourcentage de sujets parasités par un parasite ou un groupe de parasites donné par rapport au nombre total de sujets examinés.

Indice de Polyparasitisme (I.P.P) [39, 40,41]

L'indice de polyparasitisme est le pourcentage de sujets polyparasités par rapport au nombre total des examens effectués. La différence entre l'I.P.C, qui représente le taux de parasites et l'I.P.S qui représente le taux des examens positifs, nous renseigne sur le degré de polyparasitisme (I.P.P = I.P.C - I.P.S).

2.3.9. Analyses des données

L’analyse statistique des données a été faite en utilisant les logiciels Excel 2007 et SPSS version 16.0 (Statical Package for Social Science; version 16.0) pour Windows. Nous avons utilisé le test de Khi² pour la comparaison des proportions, le risque d’erreur α est fixé à 5 ℅ et l’intervalle de confiance à 95℅. La valeur p < 0,05 a été considérée comme significative.

(49)

TROISIEME PARTIE :

RESULTATS ET COMMENTAIRE

(50)

3.1. RESULTATS

3.1.1. Analyse descriptive de la population générale de l’étude

Nous avons trouvé 98 patients parasités dans la population générale constituée de 186 patients, Les résultats sont consignés dans le tableau II.

Tableau II : prévalence des protozooses digestives dans la population étudiée

Effectifs IPS (%)

Cas Négatifs 88 47,31

Cas Positifs 98 52,69

Total 186 100

Sur les 186 patients étudiés 98 cas sont positifs contre 88 négatifs, ce qui correspond à un index parasitaire simple (IPS) de 52,69%. Ceci témoigne une prédominance des protozooses dans la population étudiée.

3.1.2. Répartition des formes de protozoaires intestinaux rencontrées

Figure 9 : Répartition des formes de protozoaires digestifs rencontrées

Les associations de formes végétatives et de formes kystiques sont plus rencontrées. Ils représentent 38,17% des patients étudiés (n=186) et 72,45%

12,24%

15,31%

72,45

%

FORMES VÉGÉTATIVES FORMES KYSTIQUE

FORMES VÉGÉTATIVES ET FORMES KYSTIQUES

(51)

des patients infestés (n=98). Les patients infestés par les formes végétatives seuls sont au nombre de 12. Ce qui représente 6,45% de la population étudiée (n=186) et 12,24% des cas positifs (n=98). Quant aux patients ayant hébergé les formes kystiques seuls, ils sont au nombre de 15 soit 8,06% de la population d’étude (n=186) et 15,31% des cas positifs (n=98). La différence entre les formes végétatives et les kystes rencontrés n’est pas statistiquement significative (P=0,67).

3.1.3. Répartition en classe des formes végétatives de protozoaires intestinaux rencontrés

Tableau III : Répartition en classe des formes végétatives de protozoaires digestifs rencontrés

Classe de Protozoaires Effectifs Pourcentages (%)

Rhizopodes 26,00 31,33

Rhizopodes et Flagellés 10,00 12,05

Ciliés 1,00 1,20

Flagellés 46,00 55,42

Total 83,00 100,00

Les flagellés représentent le groupe de parasite le plus rencontré, 46,93%

des cas positifs (n=98) et 55,42% des formes végétatives rencontrés (n=83).

Le groupe des rhizopodes suit avec 26,53% des cas positifs (n=98) et 31,33%

des formes végétatives (n=83). L’association Rhisopodes-Flagellés aussi n’est pas négligeable car il représente 10,20% des cas positifs (n=98) et 12,5% des formes végétatives (n=83). Le groupe des ciliés représente 1,02% des cas positifs (n=98) et 1,20% des formes végétatives (n=83). Ces valeurs sont statistiquement significatives (P < 0.05).

(52)

3.1.4. Répartition des différentes espèces d’amibes rencontrées Tableau V : Prévalence des espèces d’amibes rencontrées

Espèce d’amibes Effectifs Pourcentages (%)

E. coli 16,00 44,44

E. histolytica 6,00 16,67

E. histolytica/dispar 8,00 22,22

E. nanus 6,00 16,67

Total 36,00 100,00

L’espèce d’amibe la plus rencontrée dans notre étude est Entamoeba coli (n=16) soit une prévalence de 44,44% (n=36). Le couple Entamoeba histolytica/Etamoeba dispar représente 22,22% (n=8). Entamoeba histolytica et Endolimax nanus sont à proportion égale dans notre étude, 16,67% (n=6).

Figure 10: Forme végétative de petite taille d’Entamoeba coli. Coloration trichrome.

1- Noyau 2- Caryosome fragmenté

1 2

(53)

Figure 11: Forme végétative de grande taille d’Entamoeba coli. Coloration Lugol.

1-Noyau 2-Vacuole

Figure 12: Forme hématophage d’Entamoeba histolytica. Coloration Trichrome.

1-Hématie 2-Noyau 3-Pseudopode

Figure 13: Forme végétative de grande taille d’Entamoeba histolytica. Coloration Trchrome.

1-Pseudopode allongé 2-Noyau 3-Vacuole digestive.

1

2

3

1

2 3 1

2

(54)

3.1.5. Répartition des espèces de flagellés Tableau VI : Répartition des espèces de flagellés

Espèce de flagellés Effectifs Pourcentage (%)

Trichomonas intestinalis 25,00 44,64

Giardia intestinalis 31,00 55,36

Total 56,00 100,00

Giardia intestinalis et Trichomonas intestinalis sont les deux espèces de flagellés rencontrées. Giardia intestinalis représente 55,36% des flagellés rencontrés (n=56) et Trichomonas intestinalis représente 44,64%.

Figure 14: Forme végétative de Giardia intestinalis coloré au May-Grunwald et Giemsa 1-Noyau 2-Axostyle 3-Flagelle

Figure 15: Trichomonas intestinalis coloré au May-Grunwald et Giemsa.

1-Membrane ondulante 2-Noyau 3-Axostyle

1 2

3

1

3 2

(55)

3.1.6. Calcul des index parasitaires

Classe de protozoaires

Index parasitaire spécifique IPsp

(%)

Index parasitaire simple IPS

(%)

Index parasitaire corrigé IPC

(%)

Rhizopodes 19,35

Flagellés 30,11 44,62 52,15

Ciliés 0,54

3.1.7. Répartition des différents classes de protozoaires en fonction de l’aspect macroscopique des selles

Tableau IV : Répartition des différents classes de protozoaires en fonction de la consistance des selles

Diarrhées Molles Mucus Total

Rhizopodes 13,00 4,00 9,00 26,00

Ciliés 0,00 1,00 0,00 1,00

Flagellés 25,00 21,00 0,00 46,00

Amibes et

Flagellés 6,00 4,00 0,00 10,00

Total 44,00 30,00 9,00 83,00

(56)

Au niveau des selles diarrhéiques et molles, les flagellés viennent au premier rang avec des prévalences respectives de 30,12% et 25,30% (n=83).

Seules les formes végétatives d’amibes sont rencontrées dans les mucus, ils représentent 10,84% des formes végétatives de protozoaires digestifs rencontrées. Mais en considérant la répartition en fonction de la consistance des selles, les selles diarrhéiques viennent au premier rang avec une prévalence de 53,01% (n=44).

3.1.8. Répartition des cas positifs en fonction de la technique utilisée Tableau VII : Prévalence des formes végétatives en fonction de la technique utilisée

Cas positifs Pourcentages (%)

Examen direct 34,00 40,96

Coproculture 49,00 59,04

Total 83,00 100,00

L’examen direct a révélé 34 cas positifs sur les 83 soit un pourcentage de 40,96% contre 59,04% pour la coproculture (n=49).

(57)

3.1.9. Répartition des cas positifs en fonction du sexe

Figure 16 : Répartition des cas positifs en fonction du sexe.

Les sujets du sexe masculin sont plus infestés que les sujets du sexe féminin. Ils représentent respectivement 29,57% et 23,12% de la population étudiée (n=186) ; 56,12% et 43,88% des cas positifs (n=98). Statistiquement, il n’y a pas d’association significative entre le sexe des patients et le parasitisme (P = 0,12).

3.1.10. Répartition des cas positifs en fonction de l’âge

Figure 17 : Répartition des cas positifs en fonction de l’âge 43,88%

56,12%

F M

33,67 35,71

16,33 14,29

(58)

La tranche d’âge ayant payé le lourd tribut pour cette étude est l’intervalle allant de 5 à 10 ans car il représente 18,82% de la population étudiée (n=186) et 35,71% des cas positifs (n=98). La tranche allant de 0 à 5 ans vient au deuxième rang avec un effectif de 30 ; ce qui représente 17,74%

de la population total d’étude (n=186) et 33,67% des cas positifs (n=98).

3.1.11. Répartition des différents classes de protozoaires en fonction du diagnostic

Figure 18 : Répartition des différents groupes de protozoaires en fonction du diagnostic.

3.1.12. Etude du poly-parasitisme 3.1.12.1. Indice du poly-parasitisme

Le poly-parasitisme est la coexistence chez la même personne de deux ou plusieurs parasites. Il est exprimé par l’indice de poly-parasitisme (IPP) qui est égal à la différence entre l’index parasitaire corrigé (IPC) et l’index parasitaire simple (IPS). Cette différence sera d’autant plus grande que la fréquence des sujets poly-parasités est plus importante. Dans notre étude, il est égal à 7,53% car L’IPS des formes végétatives rencontrées est de 44,62%

(n=83) par rapport au nombre total d’examen effectués (n=186).

0,00 5,00 10,00 15,00 20,00

AMIBES CILIÉS FLAGELLÉS AMIBES ET FLAGELLÉS

AUTRES MASAC PARASITOSE INTESTINALE

(59)

3.1.12.2. Etude quantitative

Sur les 186 échantillons manipulés, 14 sont poly-parasité, soit 16,87%

des échantillons contenant de formes végétatives (n=83) et 7,53% de l’échantillon total (n=186). Ce poly-parasitisme se répartie en 12 cas de bi- parasitisme, soit 85,71% des sujets poly-parasités (n=14), et 2 cas de tri- parasitisme, soit 14,28% des sujets poly-parasités (n=14).

3.1.12.3. Etude des associations parasitaires

Figure 19: Prévalence des différentes associations.

L’association parasitaire le plus rencontré est celle des amibes et flagellés. Il représente 71,4% de cette série statistique (n=83) contre 28,6%

(n=83) pour les associations flagellés-flagellés.

AMIBES- FLAGELLÉS

71,4%

FLAGELLÉS- FLAGELLÉS

28,6%

AMIBES-FLAGELLÉS FLAGELLÉS-FLAGELLÉS

(60)

3.2. COMMENTAIRE

Cette étude prospective relève des cas diagnostiqués dans le laboratoire de l’HZ-SJDT et non pas d’un dépistage actif dans la population. Les informations sur ce type d’infection peuvent constituer toujours un indicateur du niveau d’hygiène d’une population.

Notre étude a concerné 186 patients dont 98 d’entre eux sont parasités par des protozoaires digestifs soit une fréquence de 52,69%. Ceci signale la grande prévalence des protozoaires digestifs dans la population d’étude. Ces résultats concordent avec les travaux menés par HAMAIDI et coll. [42], à Boufarik(BLIDA) qui a montré la prédominance des protozoaires dans l’ensemble de la faune parasitaire (96,47%) ; par SENA [43], à Tanguiéta (Bénin) qui a également signalé une prédominance des protozoaires qui représentaient 87,5% de l’ensemble des parasites rencontrés ; par CHEIKHROUHOU et coll. [44], dans la région de Sfax où le parasitisme est dominé par les protozoaires avec un taux de (96,5%) . Nos résultats rejoignent également l’étude coprologique menée par BUCHY [45] à l’hôpital de Mahajanga (ville de la côte Ouest de Madagascar). Cet auteur note que les protozoaires sont particulièrement fréquents (87,7%).

La répartition de ces parasites suivant le sexe a montré dans notre étude une prédominance dans le sexe masculin soit 56,12% contre 43,88% pour le sexe féminin. Cette apparente prédominance dans le sexe masculin parasité peut s’expliquer par le fait que les garçons ont une propension congénitale à se rendre plus indépendants des parents que les filles. Ces résultats sont en discordance avec ceux d’APLOGAN et coll. [5] ;

Quand à la répartition du parasitisme en fonction des tranches d’âge, les enfants de 5 à 10ans sont au premier rang avec 35,71% ; les enfants de 0 à 5ans au deuxième rang avec 33,67% ; les enfants de 10 à 15ans ont représenté 16,33% et 14,29% pour ceux supérieurs à 15ans dans notre étude. En les