Etude de l'homéostasie des sucres en réponse à une forte salinité chez Arabidopsis thaliana : impact sur l'anatomie des tissus vasculaires dans la hampe florale et rôle dans la tolérance

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Etude de l’homéostasie des sucres en réponse à une forte salinité chez Arabidopsis thaliana : impact sur

l’anatomie des tissus vasculaires dans la hampe florale et rôle dans la tolérance

Sahar Sellami Jallouli

To cite this version:

Sahar Sellami Jallouli. Etude de l’homéostasie des sucres en réponse à une forte salinité chez Ara- bidopsis thaliana : impact sur l’anatomie des tissus vasculaires dans la hampe florale et rôle dans la tolérance. Biologie végétale. Université Paris Saclay (COmUE); Université du Centre (Sousse, Tunisie), 2019. Français. �NNT : 2019SACLS549�. �tel-02469254�

Étude de l’homéostasie des sucres en réponse à une forte salinité chez Arabidopsis thaliana : impact sur l’anatomie des tissus vasculaires dans la hampe florale et rôle dans la tolérance

Thèse de doctorat de l’Université de Sousse et de l'Université Paris-Saclay préparée à l'Université Paris-Sud

École doctorale n°567 : sciences du végétal : du gène à l'écosystème(SDV) Spécialité de doctorat: Biologie

École doctorale : agronomie & environnement Spécialité de doctorat: Production & Biotechnologie végétale

Thèse présentée et soutenue à Sousse-Tunisie, le 18/12/2019, par

Sahar Sellami Jallouli

Composition du Jury : Dalenda Boujnah

Professeure, Université de Sousse (Institut de l’Olivier) Présidente Rémi Lemoine

Directeur de recherche, Université de Potiers (CNRS) Rapporteur Néji Tarchoun

Professeur, Université de Sousse (ISACM) Rapporteur Marianne Delarue

Professeure, Université Paris Saclay et Université Paris Sud Examinatrice Sylvie Dinant

Directrice de recherche, INRA de Versailles (IJPB) Directrice de thèse Faiçal Brini

Professeur, Université de Sfax (CBS) Co-Directeur de thèse

NNT:

2019SACLS549

Résumé

Chez Arabidopsis thaliana, au stade reproducteur, la hampe florale joue un rôle important dans l’approvisionnement en nutriments par les tissus vasculaires des siliques et des graines. Elle constitue un modèle pour l’étude de l’allocation du carbone et de l’homéostasie des sucres lors de la réponse à des stress abiotiques. L’objectif de cette thèse est d’étudier les modifications de l’anatomie des tissus vasculaires et de l’homéostasie des sucres dans la hampe florale en réponse au stress salin, avec ou sans acclimatation, afin de comprendre leurs contributions dans les processus adaptatifs et d’acclimatation. Dans un premier temps, nous avons étudié la variabilité naturelle de la croissance de la hampe florale, l’accumulation des sucres et l’anatomie des tissus vasculaires dans la hampe florale dans trois accessions d’Arabidopsis thaliana et une espèce halophyte proche Thellungiella salsuginea. Cette étude a montré des modifications intervenant dans la croissance de la hampe florale, dans l’accumulation des sucres et dans l’anatomie des tissus vasculaires en réponse au stress salin, selon le niveau de tolérance de l’accession, certaines de ces modifications pouvant être associées à une adaptation au stress salin. Ces résultats suggèrent que la régulation de la croissance de la hampe florale et que l’anatomie des tissus vasculaires contribuent à la tolérance au stress salin. Dans un second temps, nous avons étudié chez l’accession Columbia d’Arabidopsis thaliana les modifications de l’expression des gènes intervenant dans le transport et le métabolisme des sucres, en relation avec des changements dans l’anatomie des tissus vasculaires et la composition de la paroi secondaire dans le xylème. Les résultats montrent une accumulation des sucres associée à une dérégulation de gènes qui codent pour le transport et le métabolisme des sucres. Des modifications de l’anatomie des tissus vasculaires et de la composition de la paroi secondaire dans les vaisseaux de xylème ont été aussi observées. Ces résultats suggèrent une régulation de la répartition des sucres dans la hampe florale en réponse au stress salin qui peuvent contribuer à la tolérance au stress. L’ensemble de ces travaux permettent de proposer un modèle des régulations agissant sur l’homéostasie et le transport des sucres en réponse au stress salin dans la hampe florale, même si nos résultats ne permettent pas de conclure si ces processus sont favorables à la production des graines et interviennent dans l’adaptation ou l’acclimatation au stress salin.

Mots clés : Homéostasie des sucres, tissus vasculaires, forte salinité, hampe florale, tolérance

Abstract

In Arabidopsis thaliana at the reproductive stage, the inflorescence plays an important role in the supply of nutrients through the vascular tissues of siliques and seeds. It is a model for the study of carbon allocation and sugar homeostasis in response to abiotic stress. The objective of this thesis was to study changes in the anatomy of vascular tissue and homeostasis of sugars in the main floral stem in response to salt stress, with or without acclimation to understand their contributions in the adaptive process and acclimation. First, we studied the natural variability of the growth of the inflorescence, the accumulation of sugars and the anatomy of vascular tissue in the scape in three accessions of Arabidopsis thaliana and related species halophyte

«Thellungiella salsuginea». This study showed changes in floral stem growth, sugar accumulation, and vascular tissue anatomy in response to salt stress, depending on the level of tolerance of the ecotype. Some of these changes may be associated with salt stress adaptation.

These results suggest that the regulation of floral stem growth and the anatomy of vascular tissues contribute to salt stress tolerance. Secondly, we studied changes of the expression of genes involved in the sugar transport and metabolism in Columbia accession of Arabidopsis thaliana in relation to changes in the anatomy of the vascular tissue and the composition of the in xylem secondary cell wall. The results show an accumulation of sugars associated with a deregulation of genes that encode for the sugar transport and metabolism. Changes in vascular tissue anatomy and in the composition of secondary wall in xylem vessels have also been observed. These results suggest a regulation of the distribution of sugars in the stem in response to salt stress that may contribute to stress tolerance. All of this work makes it possible to propose a model of the regulations acting on the homeostasis and the transport of sugars in response to salt stress in the floral stem, even if our results do not allow concluding if these processes are favorable to the production seeds and intervene in adaptation or acclimation to salt stress.

Keywords: Sugars homeostasis, vascular tissue, high salinity, main stem, tolerance

Dédicaces

Je remercie du fond du cœur toute ma famille et particulièrement mes chers parents pour leur amour, leurs encouragements et pour tous les efforts qu’ils m’ont offerts afin de m’aider à réussir.

J’adresse mes remerciements les plus chaleureux à mon cher mari Amine, merci chéri pour le dévouement et les sacrifices dont tu fais toujours preuve à mon égard ! C’est grâce à toi que j’ai pu garder l’espoir et me battre dans les moments les plus difficiles !

A mon trésor Eya !

Remerciements

Le travail de cette thèse a été réalisé dans le cadre d’une cotutelle établie entre l’Université de Paris Sud et de l’Université de Sousse.

Je remercie le Ministère de l'Enseignement supérieur et de la Recherche scientifique (Tunisie), l’Ambassade de France en Tunisie, le LabexSPS et l’Institut Jean Pierre Bourgin pour le financement.

J’aimerais avant tout remercier Dr Rémi Lemoine et Pr Néji Tarchoun pour m’avoir fait l’honneur de juger ce travail en qualité de rapporteurs. Je remercie également Pr Marianne Delarue et Pr Dalenda Boujnah pour avoir accepté de faire partie de mon jury de thèse.

Je tiens à remercier Nathalie Porteau, Rémi Lemoine, Jacqui Chykoff, Anne Sophie Leprince, Fabien Chardon, Evelyne Téoulé, Christine Horlow, Isabelle Debeaujean pour leur participation à mes comités de suivi de thèse et leurs conseils précieux et leurs idées très intéressantes.

Je tiens à remercier grandement ma directrice de thèse Dr. Sylvie Dinant, qui m’a encadrée et soutenue tout au long de cette de thèse et qui m’a remise dans la bonne direction chaque fois que je m’égarais dans les problèmes et les méandres des résultats. C’est grâce à toi si j’ai pu aller jusqu’au bout !

Je présente mes remerciements les plus respectueux à mon codirecteur de thèse Pr. Faiçal Brini pour son soutien durant cette thèse et pour m’avoir accordé la confiance nécessaire en finançant plusieurs mois de séjour scientifique à l’Institut Jean Pierre Bourgin.

Je voudrais remercier tout particulièrement Rozenn Le Hir pour sa disponibilité, ses conseils scientifiques très efficace et de m’avoir encadrée techniquement tout au long de la thèse.

Je tiens à remercier chaleureusement toute l’équipe CATS : Catherine Bellini, Françoise Vilaine, Nelly Wolff, Laurence Bill, Béate Hoffman, Federica De Marco et Émilie Aubry pour leur solidarité et leurs conseils critiques.

Je remercie aussi les serristes Joël Talbotec et Philippe Marechal d’avoir s’occuper de mes

plantes. Je remercie Alia Dellagi et Michèle Reisdolf-Cren pour leur aide et leur gentillesse.

Je remercie toute l’équipe du Laboratoire de Biotechnologie et Amélioration des Plantes (LBAP) du Centre de Biotechnologie de Sfax (CBS) pour leur soutien et leur disponibilité.

Je tiens à remercier les doctorants : Rouaa Jridi, Emilie Aubry et Mathilde Grégoire pour leur bonne compagnie dans le bureau des thésards.

Je remercie tous mes collègues du bâtiment 3 pour leur gentillesse et leur disponibilité. Merci

aux collègues du service informatique, Jean-Charles Lescure et Béatrice Bouhedi et aux

collègues du service administratif Vanessa Pacé et Nazneen Badroudine pour leur aide.

Abréviations & Acronymes

Mha mM FAO NaCl ABA NSCC HKT ROS PSII ADN MAPK ABRE RD29A RD29B LEA-like SOS KOR NORC NHX P5CS P5CR H

O

O

OH SOD CAT APX GPx XCP1 XCP2 HGA XGA RGI RGII CESA irx RG-II XGA Fru Glc UDP-Glc SPS SPP SUSY CINV FRK HK

Million d’hectares millimolaire

Organisation des Nations Unies pour l’Alimentation et l’Agriculture Chlorure de sodium

Acide abscissique

Non-selective cation channel

Transporteur de potassium à haute affinité (High-affinité potassium transporter)

Espèces réactives de l’oxygène Photosystème II

Acide désoxyribonucléique

Protéine MAP Kinase (Mitogen-activated protein kinase) ---(Abscissic acid responsive element)

---(Response to dessication 29A ---(Response to dessication 29B ---(Late embryogenesis abundant ---(Salt overly sensitive

---(Outward rectifying K

channel

---(Non selective outward rectifying channel ---(Antiport vacuolaire sodium / proton Pyrroline-5-Carboxylate Synthase

Pyrroline-5-Carboxylate Reductase Peroxyde d’oxygène

Superoxyde Hydroxyl

Superoxyde dismutase Catalase

Ascorbate peroxydase Glutathion peroxydase

---(Xylem Cystein peptidase 1 ---(Xylem Cystein peptidase 2 Homogalacturonane

Xylogalacturonane Rhamnogalacturonane I Rhamnogalacturonane II Cellulose Synthase Xylème irrégulier

Rhamnogalacturonane II Xylogalacturonane Fructose

Glucose

Uridine diphosphate glucose Saccharose phosphate synthase Saccharose phosphate phosphatase Saccharose synthase

Invertase cytosolique Fructokinase

Hexokinase

UGPase UGD PGI PGM UDP-GlcA Triose-P G-6P

F-6P UDP-Gal UDP-L-rha UDP-Xyl UDP-Ara ADP-glucose SPP CINV VINV

SUC SWEET TMT AKT2/3 CwINV STP Col0 Bur0 Mr0 Sha Tsu0 Ct1 OEX NHL26 CC9 CC5 µE NO

kCl nm DDO DO PSII µm Fm Fv F0 RWC PF PS SRI rpm G6PDH PGI

Uridine diphosphate glucose pyrophosphorylase Uridine diphosphate glucose dehydrogenase Phosphoglucose isomerase

Phosphoglucomutase

Uridine diphosphate glucuronate Triose-phosphate

Glucose 6 phosphate Fructose 6 phosphate

Uridine diphosphate galactose Uridine diphosphate rhamnose Uridine diphosphate xylose Uridine diphosphate arabinose Adénosine diphosphate glucose Saccharose phosphase synthase Invertase cytosolique

Invertase vacuolaire

Transporteur de saccharose (Sucrose transporter)

---(Sugars Will Eventually be Exported Transporter) ---(Tonoplast monosaccharide transporter)

---(Potassium channel 2/3) Invertase acide pariétal

---(Sugar Transporter Protein) Columbia0

Burren0 Montesso0 Shahdara Tsushima0 Catania1 Surexpresseur NDR1/HIN1-like26 Chambre de culture 9 Chambre de culture 5 Micro-Einstein Nitrate

Chlorure de potassium Nanomètre

Différence de densité optique Densité optique

Photosystème II Micromètre

Fluorescence maximale Fluorescence variable Fluorescence minimale Relative water content Poids frais

Pois sec

Salt Response Index Tours par minute

Glucose-6- Phosphate Déshydrogénase

PhosphoGlucose Isomérase

nmol ATP NADH NAD+

pH M ARN PO

DNAse EDTA ADNc dNTP MPa

Nanomole

Adénosine Tri-Phosphate

Nicotinamide Adénine Dinucléotide (forme réduite) Nicotinamide Adénine Dinucléotide (forme oxydée) Potentiel hydrogène

Molaire

Acide ribonucléique Phosphite

Désoxyribonuclease

Acide éthylène diamine tétraacétique Acide désoxyribonucléique complémentaire Nucléoside triphosphate

Mégapascal

1

Table des matières

LISTE DES FIGURES ... 3

... 6

AVANT-PROPOS ... 7

CHAPITRE I - INTRODUCTION ... 13

I.LES EFFETS PHYSIOLOGIQUES DU STRESS SALIN A COURT ET MOYEN TERME CHEZ LES PLANTES ... 13

I.1. Au niveau de la racine ... 13

I.2. Au niveau de la partie aérienne ... 15

I.3. Régulation de croissance et de développement ... 16

II.LES STRATEGIES ADAPTATIVES DU STRESS SALIN ... 16

III.LES FACTEURS INFLUENÇANT LA TOLERANCE A LA SALINITE ... 17

III.1. L’espèce: halophyte versus glycophyte ... 17

III.2. Le stade de développement ... 19

III.3. L’environnement. Notions de variabilité naturelle et d’acclimatation. ... 20

IV.LES MECANISMES DE TOLERANCE A LA SALINITE CHEZ LA PLANTE ... 21

IV.1. La perception du stress et les voies de signalisation impliquées ... 21

IV.2. La tolérance osmotique ... 24

IV.3. La tolérance ionique ... 24

IV.4. La tolérance tissulaire ... 25

V.METABOLISME ET HOMEOSTASIE DES SUCRES ... 30

V.1. Métabolisme et formes de stockage des sucres solubles ... 30

V.2. Séquestration de polysaccharides dans la paroi végétale ... 32

V.3. Relations entre le métabolisme primaire des sucres et la synthèse des polysaccharides de la paroi ... 36

VI.LES TISSUS VASCULAIRES ... 36

VI.1. Le xylème et le transport de l’eau ... 37

VI.2. Le phloème et le transport des sucres à longue distance ... 40

VII.EFFET DES STRESS SUR LE TRANSPORT ET LE METABOLISME DES SUCRES ... 44

VIII.ARABIDOPSIS THALIANA COMME MODELE D’ETUDE ... 45

VIII.1. Caractéristiques biologiques ... 45

VIII.2. La hampe florale comme modèle d’étude ... 46

CHAPITRE II - ARGUMENTATION BIBLIOGRAPHIQUE ET OBJECTIFS DE LA THESE .. 49

I-CONTEXTE ET ETAT DE L’ART ... 49

II-OBJECTIFS DE LA THESE ... 50

CHAPITRE III - MATERIEL ET METHODES ... 53

2

I.MATERIEL VEGETAL... 53

II.METHODES ... 55

II.1. Conditions de culture ... 55

II.2. Suivi physiologique des plantes ... 57

II.3. Mesures du contenu en sucres solubles, amidon et en proline ... 60

II.4. Analyse de l’expression des gènes candidats ... 64

II.5. Étude anatomique de la hampe florale ... 67

II.6. Analyse de la composition de la paroi ... 69

II.7. Mesure de la conductivité hydraulique théorique spécifique ... 71

II.8. Etude in silico de l’expression des gènes candidats chez Arabidopsis ... 72

II.9. Analyses statistiques ... 72

CHAPITRE IV – VARIABILITE NATURELLE ... 75

I.AVANT-PROPOS ... 75

II.RESULTATS ... 76

II.1. Sélection des accessions ... 76

II.2. Caractérisation phénotypique en condition de culture standard... 78

II.3. Caractérisation phénotypique en réponse au stress salin (Publication n°1) ... 79

III.RESULTATS COMPLEMENTAIRES ... 98

IV.CONCLUSIONS ... 99

CHAPITRE V – HOMEOSTASIE DES SUCRES ... 102

I.AVANT-PROPOS ... 102

II.QUESTIONS BIOLOGIQUES ET APPROCHES ... 103

III.RESULTATS (PUBLICATION N°2) ... 107

VI.CONCLUSION ... 134

CHAPITRE VI- RESULTATS COMPLEMENTAIRES ... 137

I.AVANT-PROPOS ... 137

II.RESULTATS ... 138

II.1. Étude de la réponse au stress salin des lignées pPP2:NHL26 et p35S:NHL26 cultivées sur terreau ... 138

II.2. Étude de la réponse au stress salin des lignées e pPP2:NHL26 et p35S:NHL26 cultivées en hydroponie ... 150

III.CONCLUSION ... 158

CONCLUSION GENERALE ET PERSPECTIVES ... 160

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ... 167

3

Liste des figures

FIGURE 1.DISTRIBUTION DES SOLS AFFECTES PAR LA SALINITE DANS LE MONDE SELON LE TYPE ET LA SEVERITE (WICKE

ET AL.,2011). ... 8

FIGURE 2.CLASSIFICATION DES CULTURES SELON LEUR TOLERANCE A LA SALINITE ... 10

FIGURE 3.REPONSE DE LA CROISSANCE PENDANT LES DEUX PHASES DU STRESS SALIN ... 12

FIGURE 4.CHANGEMENT DU POTENTIEL HYDRIQUE DANS LA CELLULE EN REPONSE A DIFFERENTS STRESS ABIOTIQUES ... 14

FIGURE 5.ILLUSTRATION SCHEMATIQUE DE LA REPONSE DES PLANTES TOLERANTES ET SENSIBLES AU STRESS SALIN ... 18

FIGURE 6.VARIATION DE LA TOLERANCE A LA SALINITE SELON LES ESPECES. ... 18

FIGURE 7.LES TROIS PRINCIPAUX MECANISMES DE TOLERANCE A LA SALINITE CHEZ LES CULTURES. ... 22

FIGURE 8.RESEAUX DE REGULATIONS TRANSCRIPTIONNELLES INDUITS PAR L’ABA ET CEUX IMPLIQUES DANS LES REPONSES A LA SECHERESSE, AU FROID ET A LA SALINITE. ... 23

FIGURE 9.SCHEMA D’ABSORPTION DE SODIUM PAR LES RACINES ET DES MECANISMES DE TRANSPORT VERS LES FEUILLES. ... 26

FIGURE 10.BIOSYNTHESE ET METABOLISME PRIMAIRE DES SUCRES. ... 31

FIGURE 11.STRUCTURE ET COMPOSITION DE LA PAROI PRIMAIRE ET DE LA PAROI SECONDAIRE DES CELLULES VEGETALES. ... 35

FIGURE 12.METABOLISME PRIMAIRE DES SUCRES ET SYNTHESE DES PRECURSEURS DE LA PAROI VEGETALE. ... 35

FIGURE 13.REPRESENTATION SCHEMATIQUE DE LA STRUCTURE DU XYLEME. ... 38

FIGURE 14.STRUCTURE DU PHLOEME. ... 41

FIGURE 15.TRANSPORT DES SUCRES A LONGUE DISTANCE VIA LE PHLOEME. ... 44

FIGURE 16.ORGANISATION DES TISSUS VASCULAIRES DANS LA HAMPE FLORALE D’ARABIDOPSIS. ... 47

FIGURE 17.SPECTRE D’ABSORPTION DE LA CHLOROPHYLLE DANS LA ZONE DE LUMIERE DE 400 A 700 NM. ... 58

FIGURE 18.PRINCIPE DU DOSAGE ENZYMATIQUE DES SUCRES SOLUBLES. ... 62

FIGURE 19.CARACTERISATION PHENOTYPIQUE DES ACCESSIONS SELECTIONNEES. ... 79

FIGURE 20.ETUDE DE LA CONDUCTIVITE HYDRAULIQUE SPECIFIQUE THEORIQUE KHTS SELON LE TYPE DE POLE. ... 99

FIGURE 21.DISPOSITIF EXPERIMENTAL UTILISE POUR CETTE EXPERIMENTATION. ... 105

FIGURE 22.LES DIFFERENTES HYPOTHESES DE L’ETUDE. ... 106

FIGURE 23.SCHEMA DU PROTOCOLE EXPERIMENTAL UTILISE DANS CETTE EXPERIMENTATION. ... 139

FIGURE 24.CARACTERISATIONS PHYSIOLOGIQUES DES REPONSES AU STRESS SALIN CHEZ LES PLANTES WT ET LES PLANTES OEX. ... 143

FIGURE 25.CARACTERISATIONS BIOCHIMIQUES DES REPONSES AU STRESS SALIN CHEZ LES PLANTES WT ET LES PLANTES OEX. ... 145

FIGURE 26.ANALYSE DE VARIANCE DES DIFFERENTS PARAMETRES TESTES DANS CETTE EXPERIMENTATION. ... 147

FIGURE 27.DISPOSITIF EXPERIMENTAL DE L’ACCLIMATATION ET DU STRESS SALIN EN HYDROPONIE. ... 151

*FIGURE 28.ETUDE DE LA CROISSANCE DE LA ROSETTE EN REPONSE AU STRESS SALIN CHEZ LES PLANTES WT ET LES PLANTES OEX. ... 153

FIGURE 29.ANALYSE DE VARIANCE DES DIFFERENTS PARAMETRES TESTES DANS CETTE EXPERIMENTATION. ... 154

4

FIGURE 30.EFFET DE LA CONTRAINTE SALINE SUR LA CROISSANCE DE LA PARTIE RACINAIRE CHEZ LES PLANTES WT ET LES PLANTES OEX. ... 155 FIGURE 31.EFFET PHYSIOLOGIQUE DE LA CONTRAINTE SALINE SUR LA ROSETTE CHEZ LES PLANTES WT ET LES PLANTES OEX. ... 156 FIGURE 32.EFFET DE LA CONTRAINTE SALINE SUR LA TENEUR EN PROLINE DANS LA ROSETTE. ... 157

5

Liste des tableaux

TABLEAU 1.DISTRIBUTION REGIONALE DES SOLS AFFECTES PAR LA SALINISATION EN MILLION D’HECTARES. ... 7

TABLEAU 2.RECAPITULATIF DES GENOTYPES UTILISES DANS LES DIFFERENTES EXPERIMENTATIONS. ... 54

TABLEAU 3.RECAPITULATIFS DES DIFFERENTS DISPOSITIFS EXPERIMENTAUX UTILISES DURANT LA THESE. ... 56

TABLEAU 4.CARACTERISTIQUES DES CHAMBRES DE CULTURES UTILISEES. ... 56

TABLEAU 5.LISTE DES AMORCES UTILISEES. ... 66

TABLEAU 6.CARACTERISTIQUE EN FT-IR DES COMPOSES DE LA PAROI. ... 71

TABLEAU 7.CARACTERISTIQUES DES ACCESSIONS CHOISIES ... 77

TABLEAU 8.RECAPITULATIF DES PARAMETRES UTILISES POUR L’ANOVA A DEUX FACTEURS. ... 148

6

Avant-propos

7

Avant-Propos

Le problème de la salinisation des sols dans le monde et son impact en agriculture

La salinisation des sols cultivés est un des problèmes persistants les plus dommageables en agriculture. Parmi les différents types de salinisation qui touchent les sols, ceux liés à l’accumulation de NaCl (Yadav et al., 2011). Les sols affectés par la salinité dans le monde représentaient plus de 6%, correspondant à une superficie totale d’environ 830 Mha de terre (Yadav et al., 2011) (Tableau 1).

Tableau 1. Distribution régionale des sols affectés par la salinisation en million hectares.

Les sols salés sont des sols caractérisés par une teneur élevée en sels solubles, les sols sodiques caractérisés par une teneur élevée en sels en particulier des ions sodium (Yadav et al., 2011).

La distribution des sols affectés par la salinité est variable selon les continents. Les régions les plus touchées par la salinisation des sols sont: le Moyen Orient, l’Australie, l’Afrique du nord, les anciennes républiques socialistes soviétiques (Figure 1) (Wicke et al., 2011). La Tunisie fait partie des pays touchés par la salinisation des sols en Afrique du Nord. Plus de 8 % des terres en Tunisie sont affectées par la salinisation à différents degrés (Antipolis, 2003). En France, certains sols sont aussi touchés par la salinisation, par exemple les sols des marais de l’Ouest, de Saint-Nazaire au Médoc (Azib, 1989) ou ceux de la basse vallée de l’Aude (Courrière-Calmont et al., 2019). Les causes de la salinisation des sols peuvent être naturelles en raison de processus géologiques, hydrologiques et pédologiques naturels ou résulter de mauvaises pratiques agricoles, notamment de l’irrigation. Dans les régions arides et semi arides, la diminution des précipitations et l’augmentation de l’évapotranspiration réduisent le lessivage

Régions Surface totale

Sols salés

% Sols

sodiques

Pourcentage

Afrique 1899,1 38,7 2,0 33,5 1,8

Asie, Pacifique et Australie

3107,2 195,1 6,3 248,6 8,0

Europe 2010,8 6,7 0,3 72,7 3,6

Amérique latine 2038,6 60,5 3,0 50,9 2,5

Proche-Orient 1801,9 91,5 5,1 14,1 0,8

Amérique du Nord 1923,7 4,6 0,2 14,5 0,8

Totale 12781,3 397,1 3,1% 434,3 3,4

8

naturel des sels et entraînent leur accumulation à la surface du sol. Plusieurs pratiques agricoles permettent de réhabiliter des sols salins, notamment une irrigation intensive et un drainage des sols. Cependant, l’accroissement démographique et la limitation de la disponibilité de l’eau potable dans ces régions intensifie l’utilisation des eaux saumâtres provenant de nappes phréatiques, les eaux de drainage et les eaux usées traitées pour l’irrigation (Yadav et al., 2011).

Les régions humides et semi-humides sont aussi touchées par la salinisation de terres cultivées à cause de l’intensification des cultures qui a augmenté l’utilisation des fertilisants chimiques chez plusieurs espèces cultivées, et a amplifié le recours massif à l’irrigation (Shannon &

Grieve, 1998). En effet, l’intensification de l’irrigation humidifie le sol en profondeur, entraînant une remontée du sel à la surface du sol suite à l’évapotranspiration. En conséquence, les plantes peuvent faire face à une salinité élevée à différents stades de leur développement.

Figure 1. Distribution des sols affectés par la salinité dans le monde selon le type et la sévérité (Wicke et al., 2011).

Un sol est caractérisé comme salé lorsque sa conductivité électrique est supérieure ou égale à 4 Décisiemens (dS) par mètre, qui est l’équivalent de 40 mM de NaCl (Munns, 2002). L’excès du sel notamment en ions Na

et Cl

dans le sol détériore également les propriétés physico- chimiques du sol, entraînant une dégradation de sa structure qui réduit d’autant sa fertilité, limitant par conséquent la croissance et la productivité des végétations (Yadav et al., 2011).

La sensibilité des plantes vis à vis de la salinité du sol dépend de l’environnement notamment

de la nature des sols et du régime pluviométrique, des espèces, des variétés, du stade de

développement et de la durée d’exposition au sel (Shannon & Grieve, 1998). Sur la base de leur

tolérance ou de leur sensibilité à la forte salinité, les plantes sont classées en deux grandes

catégories : les halophytes, qui sont le plus souvent des espèces ou des accessions se

développant habituellement sur des sols salés, et capables de boucler leur cycle de

9

développement à des concentrations supérieures à 200 mM NaCl (Kosová et al., 2013). Les glycophytes sont des espèces sensibles et qui ne tolèrent que des concentrations faibles en sels inférieur à 8 dS/m, l’équivalent de 80 mM de NaCl (Figure 2). Dans les espèces cultivées, on trouve des cultures tolérantes telles que le blé, l’orge et l’avoine et des cultures sensibles telles que le riz, la carotte, le haricot. D’autres qui sont moyennement tolérantes telle que le colza (FAO, 1985).

La salinisation des sols constitue une menace majeure pour la sécurité alimentaire du fait qu’elle limite la croissance et la productivité des cultures dans le monde entier. Environ 20 % des terres cultivées et plus d'un tiers des terres irriguées sont affectées dans le monde entier par une forte salinité (Machado & Serralheiro, 2017). Buringh (1979) a estimé que la terre perd en moyenne 10 hectares de terres cultivables par minute, dont 3 hectares à cause de la salinisation. Plusieurs mesures sont possibles pour l’intervention et la réduction des risques de salinisation des terres.

Par exemple, l’utilisation de végétaux à racines profondes dans les terres où la nappe phréatique

atteint une hauteur préoccupante permet d’augmenter l’extraction d’eau du sous-sol, ce qui

permet de réduire l’évaporation d’eau en surface et, par conséquent, la salinisation (Wiebe et

al., 2001). Parmi les pratiques de gestion des sols et des eaux qui conduisent à la réduction de

la salinisation des terres irriguées, citons par exemple l’augmentation de la superficie consacrée

à la culture de plantes fourragères vivaces et des arbres, et l’utilisation de plantes tolérant mieux

le sel dans les cultures en rotation dans les régions à forte salinité (Wiebe et al., 2001). La

menace de la sécurité alimentaire par la salinisation des sols a ainsi motivé un effort de

recherche très important par des approches de génomique, l’identification de gènes candidats,

la caractérisation de gènes impliqués dans la tolérance, et l’amélioration génétique, par

transformation génétique ou assistée par marqueurs (Das et al., 2015; Nongpiur et al., 2016).

10 .

Figure 2. Classification des cultures selon leur tolérance à la salinité

La figure illustre les concentrations limites en sel tolérées par les cultures sensibles, modérément sensibles, tolérantes et modérément tolérantes d’après (FAO, 1985). La classification est basée sur le pourcentage d’augmentation relatif du rendement dans ces cultures.

11

Chapitre I

Introduction

12

Figure 3. Réponse de la croissance pendant les deux phases du stress salin

Les réponses au stress salin agissent en deux temps : La phase osmotique, liée à l’effet du sel autour des racines et inclus des réponses de court terme entraînant la fermeture des stomates et la réduction de la croissance. La phase ionique est liée à l’accumulation du sel à l’intérieur de la plante.

L’accumulation des ions à des niveaux toxiques dans la partie aérienne est responsable de la sénescence précoce. d’après (Rungrat et al., 2016)

13

Chapitre I - Introduction

I. Les effets physiologiques du stress salin à court et moyen terme chez les plantes

La réponse au stress salin est constituée de deux principales phases, une première phase osmotique qui se produit quelques minutes à quelques jours après l’exposition au sel, puis d’une deuxième phase ionique qui s’installe quelques jours à quelques semaines après le début du stress selon les espèces (Figure 3) (Munns, 2002). La phase osmotique est due à la diminution du potentiel osmotique au niveau de la rhizosphère, ce qui réduit la capacité d’absorption de l’eau au niveau des racines. Afin de réduire les pertes d’eau par transpiration dans les parties aériennes et maintenir le flux de l’eau et des photoassimilats dans les tissus vasculaires, une augmentation de la biosynthèse de l’ABA est déclenchée entraînant la fermeture des stomates et la réduction du taux de croissance (Fricke et al., 2004). La phase ionique est déclenchée quand le sel est transporté dans la plante par flux de transpiration. L’accumulation des ions, essentiellement des ions Na

, à des concentrations toxiques dans les feuilles matures engendre un dysfonctionnement métabolique général (Glenn et al., 1999), conduisant le plus souvent à la réduction de la biomasse, l’arrêt de la croissance foliaire et une sénescence précoce (Lohaus et al., 2000).

I.1. Au niveau de la racine

L’effet osmotique observé pendant la première phase du stress se déclenche quand la

concentration du sel autour des racines atteint un seuil qui varie selon l’espèce. Chez la majorité

des plantes, ce seuil est d’environ 40 mM de NaCl, mais il est moins important chez les espèces

les plus sensibles tels que le riz et Arabidopsis thaliana (Munns & Tester, 2008). Cette salinité

entraîne une réduction du potentiel osmotique au niveau de la rhizosphère. Le gradient du

potentiel hydrique entre le sol et la plante décroit entraînant une réduction de la disponibilité de

l’eau pour les cellules racinaires. L’absorption de l’eau est diminuée et peut conduire à une

perte de turgescence et à une déshydratation cellulaire. La composante osmotique est commune

à plusieurs stress abiotiques tels que la salinité, la sécheresse, le gel et le froid (Figure 4)

(Verslues et al., 2006). Les ions du sel pénètrent passivement dans les cellules des racines à

cause de la concentration élevée des ions Na

et Cl

dans la solution du sol. L’influx des ions

Na

dans les racines se fait via des canaux non sélectifs « non-selective cation channel »

(NSCC) (Demidchik & Maathuis, 2007). Il est aussi facilité par des transporteurs à forte affinité

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au potassium « high-affinity potassium transporter » de type (HKT) en raison de la similarité ionique de Na

et K

sous forme hydratées (Apse & Blumwald, 2007). Cette déficience de la distinction entre les deux ions va entraîner une augmentation de l’influx des ions Na

, provoquant une réduction du rapport Na

/K

et par conséquence une carence en K

(Keisham et al., 2018). Le stress salin peut induire aussi une carence en Ca

suite à la perturbation de sa disponibilité. En effet, l’absorption du Ca

par les racines peut s’effondrer en raison d'interactions d'ions, de la précipitation et de l'augmentation de la force ionique (Grattan &

Grieve, 1998). Outre la carence en potassium et en calcium, une forte salinité peut entraîner une carence en d’autres nutriments tel que l’azote (N), le phosphore (P), le magnésium (Mg

) et le manganèse (Mn) (Talei et al., 2012).

Figure 4. Changement du potentiel hydrique dans la cellule en réponse à différents stress abiotiques

Exemple de modifications de la teneur en eau et de l’extensibilité de la paroi cellulaire après exposition à différents stress abiotique (froid, déficit hydrique et salinité) engendrant une réduction du potentiel hydrique du sol (-1,2 MPa) dans deux scénarios: avec et sans ajustement osmotique. Ψw : Potentiel hydrique, Ψs : potentiel osmotique, Ψp : potentiel de turgescence d’après Verslues et al.( 2006).

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La phase osmotique du stress salin entraîne une réduction immédiate de l’élongation et de la division cellulaire au niveau des feuilles suivie d’une série de changements métaboliques. Elle est responsable aussi de plusieurs autres réponses qui affectent le développement au niveau de la partie aérienne. Par exemple, au stade reproducteur, elle peut entraîner l’inhibition du développement des inflorescences secondaires, une floraison précoce ou encore une réduction du nombre de fleurs. A ce stade, certaines feuilles adultes peuvent mourir alors que la production des feuilles juvéniles continue (Munns & Tester, 2008). Chez les glycophytes, l’accumulation de sel à des concentrations toxiques dans les feuilles conduit le plus souvent à la réduction de la biomasse et à l’arrêt de la croissance foliaire (Lohaus et al., 2000). La toxicité ionique chez ces espèces est visible chez les feuilles les plus âgées. En effet, ces dernières accumulent plus de Na

et Cl

dans les feuilles âgées que dans les feuilles juvéniles en raison de leur forte évapotranspiration (Munns & Tester, 2008). Chez les halophytes, Les feuilles accumulent préférentiellement le sel pour équilibrer le potentiel osmotique, et cette accumulation est identiques chez les feuilles jeunes et âgées (Teakle & Tyerman, 2010).

Au niveau des feuilles, la photosynthèse est très souvent affectée, directement ou indirectement, par la forte salinité. En réponse à la contrainte osmotique, l’ABA généré par les racines et par la partie aérienne déclenche la fermeture des stomates (Wilkinson & Davies, 2002). La restriction de l’ouverture des stomates entraîne une limitation de la diffusion de CO

dans les stomates et les cellules du mésophylle. La carboxylation de la Rubisco est ainsi altérée entraînant des modifications au niveau de la photochimie des feuilles et du métabolisme du carbone. La forte salinité entraîne aussi une altération métabolique de la photosynthèse suite à l’accumulation des ions Na

et Cl

dans le chloroplaste (Murthy & Sudhir, 2004). En effet, les carences en K

, résultant de l’accumulation des ions Na

, entraîne l’inhibition des enzymes photosynthétiques, essentiellement celles qui nécessitent le K

comme cofacteur (Munns et al., 2006), et une dégradation de la chlorophylle causée par la forte accumulation des ions Cl

. Ces effets varient selon l’intensité, la durée du stress, le stade foliaire et l’espèce (Chaves et al., 2009). La teneur en chlorophylle diminue chez les plantes sensibles, alors qu’elle augmente chez les plantes tolérantes (Murthy & Sudhir, 2004). L’altération de la photosynthèse induit un stress oxydatif tardif. En effet, l’accumulation du pouvoir réducteur suite à la réduction du CO

dans le chloroplaste, entraîne un excès de l’énergie photochimique au niveau de la membrane.

Les électrons excités sont alloués au dioxygène (O

). Ce dernier est utilisé dans deux réactions

photosynthétiques vitales, la photorespiration et la réaction de Mehler, ce qui active la

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photorespiration au détriment de la photosynthèse et entraîne la génération des espèces réactives de l’oxygène (ROS) tel que le H

O

. L’accumulation des ROS dans le cytoplasme peut endommager l’appareil photosynthétique, en particulier le Photosystème II (PSII). Elle entraîne aussi des dommages au niveau de l’ADN et la dégradation des lipides et des protéines (Gururani et al, 2015).

I.3. Régulation de croissance et de développement

La régulation du développement peut constituer un mécanisme typique de résistance ou de survie des plantes dans des conditions de stress salin. La réduction du ratio partie aérienne / racines est une réponse commune au stress salin, elle est liée davantage à la composante osmotique du stress salin qu’à la composante ionique. Une partie racinaire importante peut favoriser la rétention des ions toxiques au niveau de celle-ci pour restreindre leur transport vers la partie aérienne (Hsiao & Xu, 2000). D’autre part en réponse à la forte salinité, différentes espèces ont montré une augmentation du poids sec des racines par rapport au poids sec de la partie aérienne. Ceci est censé améliorer le rapport source/puits pour l’alimentation en eau et en nutriments dans de telle condition de stress (Zekri & Parsons, 1989). Le stress salin entraîne une réduction de la croissance chez la plante en limitant l’expansion foliaire et la croissance de la hampe florale. Cette réduction de la surface et de la hauteur de la plante peuvent constituer un mécanisme d’évitement par exemple la réduction de la surface peut servir pour réduire la perte d’eau par transpiration (Acosta-Motos et al., 2017).

II. Les stratégies adaptatives du stress salin

Pour faire face au stress salin, les plantes mettent en place deux principales stratégies

« l’évitement » et « la tolérance ». Ces stratégies se produisent au niveau morphologique, anatomique, biochimique et moléculaire.

L’évitement est la capacité de la plante de rester à distance du sel lors de la croissance dans des conditions changeantes salines. Les systèmes racinaires des plantes montrent une grande plasticité dans le développement et peuvent adapter leur architecture en réponse à divers stimuli externes afin de maintenir des modèles de croissance optimaux (Lynch, 1995; Malamy, 2005).

En réponse au stress salin, la régulation de la croissance des racines et les modifications de la

direction de croissance des racines font intervenir plusieurs mécanismes moléculaire et de

signalisation (Sun et al., 2007; Li & Zhang, 2008; Geng et al., 2013; Ibrahim, 2013).

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La tolérance à la salinité est définie comme la capacité des plantes à se développer et à boucler leur cycle de développement dans un milieu hyper salé. Munns (2002) a suggéré que la tolérance à la salinité est liée à la capacité de la plante à survivre longtemps pendant la phase ionique. En d’autres termes, elle est liée à la capacité de la plante à empêcher l’accumulation du sel à un niveau toxique dans les feuilles (Figure 5). De point de vue expérimental, la tolérance à la salinité pourrait être évaluer par l’étude de plusieurs paramètres physiologiques telle que la croissance, le statut hydrique, l’homéostasie ionique, la photosynthèse, le rendement et la sénescence (Negr & Schmo, 2017). Plusieurs facteurs influencent la capacité de tolérance à la salinité notamment l’espèce, l’environnement, le cycle de développement et la durée du stress.

III. Les facteurs influençant la tolérance à la salinité

III.1. L’espèce : halophyte versus glycophyte

Le comportement des différentes espèces est très variable vis-à-vis la forte salinité. Plusieurs études comparatives ont permis de classer différentes espèces selon leur tolérance à la salinité.

Par exemple, chez les monocotylédones, on trouve le riz qui est sensible et l’orge qui est

tolérante et il existe même des plantes halophytes telles que l’agropyre (Munns & Tester, 2008)

(Figure 6). Les espèces tolérantes (halophytes), qui maintiennent leur développement durant la

phase ionique, mettent en place plusieurs mécanismes qui leur permettent de s’adapter et de

survivre dans de telles conditions. Ces mécanismes permettent le maintien de l’homéostasie

ionique du cytoplasme en excluant les ions toxiques du sel et la régulation osmotique des

cellules via la synthèse des osmolytes compatibles tels que les sucres, les polyols et les acides

aminés (Parihar et al. 2015). Inversement, les glycophytes, concernent plusieurs grandes

cultures, par exemple le riz, le soja, le maïs et l’espèce modèle dicotylédone Arabidopsis

thaliana, sont des espèces sensibles incapables de survivre longtemps durant la phase ionique

(Munns, 2005). En revanche, les études comparatives entre les mécanismes de tolérance à la

salinité chez les glycophytes et les halophytes ont suggéré que ces dernières utilisent des

processus analogues pour faire face à la salinité (Bartels & Dinakar, 2013).

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Figure 5. Illustration schématique de la réponse des plantes tolérantes et sensibles au stress salin

La réponse des plantes est basée sur le taux de croissance de la partie aérienne pendant la phase osmotique et la phase ionique du stress d’après Munns (2005).

Figure 6. Variation de la tolérance à la salinité selon les espèces.

La tolérance est représentée par la variation- en matière sèche des feuilles après 3 semaines de stress salin par rapport au contrôle. Les espèces utilisées pour la classification sont : le riz, le blé dur, le blé tendre, l'orge, Arabidopsis thaliana, la luzerne, et l’Atriplex d’après (Munns

& Tester, 2008)

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III.1.1. Comparaison des modèles d’étude Arabidopsis thaliana et Thellungiella salsuginea Thellungiella salsugiena (également nommée Thellungiella halophila, et récemment renommée Eutrema salsugineum) appartient à la famille des Brassicaceae, elle est capable de croître et se reproduire dans des conditions extrêmes de froid, de sécheresse et de salinité. Elle est considérée comme une plante halophyte modèle pour étudier les mécanismes de tolérance à la salinité (Bartels & Dinakar, 2013). Elle est apparentée à Arabidopsis thaliana et elle partage certaines caractéristiques tel qu’un cycle de développement court, une forte capacité de production des graines et un petit génome (Bartels & Dinakar, 2013). Cette similarité génétique facilite l’identification de certains des mécanismes génétiques et moléculaires de tolérance à la salinité (Bartels & Dinakar, 2013). Thellungiella salsuginea présente des points de différence avec Arabidopsis thaliana. De point de vue développement, la germination des graines est plus tardive chez Thellungiella salsuginea. De ce fait, un semis décalé est nécessaire pour la comparaison entre les deux espèces. Les différences anatomiques sont également fortes. En effet, les feuilles de Thellungiella sont caractérisées par une couche supplémentaire de mésophylle palissadique, et ses racines possèdent une couche supplémentaire d'endoderme et de cortex (Gunsu et al., 2004; Amtmann & Armengaud, 2009). En revanche, la comparaison fine de l’anatomie de la tige de Thellungiella salsugiena et d’Arabidopsis thaliana n’a pas encore été menée. D’autres différences ont été observées lors de la photosynthèse (Stepien &

Johnson, 2008), dans le flux de sodium (Volkov & Amtmann, 2006) et dans les modifications métaboliques (Taji et al., 2004; Kant et al., 2006; Lugan et al., 2010)

III.2. Le stade de développement

La variation de la tolérance au sel dépend non seulement de l’espèce mais aussi du stade de développement. Cette variation de sensibilité à la salinité selon le stade de développement rend l’évaluation de la tolérance un aspect complexe. Par exemple, chez Arabidopsis thaliana l'étude de la variabilité naturelle de la tolérance au sel de 102 accessions a montré que les accessions présentant une meilleure tolérance au stade de germination étaient plus sensibles au stade végétatif (Quesada et al., 2002). Chez la tomate, la tolérance à la salinité au stade germination n’est pas corrélée à sa capacité de se développer dans des conditions de stress salin. Foolad &

Lin (1997) ont montré que l’application d’une concentration modérée en sel au stade

reproducteur sur des plantes de tomate cultivées en serre améliore non seulement la tolérance à

la salinité mais aussi la qualité des fruits. De même, d’autres études antérieures ont montré que

l’application d’une concentration modérée en sel durant le développement des fruits chez la

tomate et le melon peut changer la répartition des photoassimilats et améliorer la matière sèche

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soluble (Shannon & Grieve, 1998). Des études faites sur le riz ont montré qu’il est tolérant à la salinité au stade germinatif et devient sensible durant le stade végétatif. Puis, il acquiert à nouveau une certaine tolérance pendant le stade de développement suivant avant de devenir sensible pendant la pollinisation et la fertilisation. Ensuite, il devient de plus en plus tolérant à maturité (Khan et al., 2016). Ahmadizadeh et al. (2016) ont indiqué que la tolérance du riz à la salinité pendant le stade reproducteur est un aspect complexe à phénotyper. Malgré cette variabilité de tolérance selon le stade de développement chez plusieurs espèces, il est possible de trouver des génotypes avec une tolérance similaire quel que soit le stade, par exemple au stade de germination et durant le stade végétatif (Foolad et al., 1999).

III.3. L’environnement. Notions de variabilité naturelle et d’acclimatation.

Les caractères adaptatifs qui se sont mis en place avec l’évolution des espèces face aux changements environnementaux leur permettent de survivre dans des conditions extrêmes.

Dans ce contexte, les plantes sont classées selon leur degré de tolérance à la salinité en deux classes: les halophytes et les glycophytes. En effet, les halophytes correspondent aux individus qui ont évolué par adaptation à des conditions de forte salinité, et les glycophytes correspondent aux espèces qui ont évolué par adaptation à des écosystèmes caractérisés par des faibles teneurs en sel dans le sol (Cheeseman, 2015).

Arabidopsis thaliana est une plante glycophyte largement distribuée dans le monde entier. Cette

vaste distribution géographique englobe une variation des environnements et des phénotypes

entre accessions qui devrait refléter une variation génétique importante pour l’adaptation à des

conditions particulières. Les études de la variabilité naturelle d’Arabidopsis thaliana ont permis

de fournir des informations sur les aspects de l’évolution du génome et la différenciation entre

les populations géographiques (Quesada et al., 2002; Mitchell-Olds & Schmitt, 2006; Katori et

al., 2010; Sutka et al., 2011). La tolérance d’une espèce à la salinité peut s’effondrer après une

exposition brusque à une concentration élevée en sel, même si l’espèce est une halophyte

(Carillo et al., 2011). Une phase d’acclimatation, c’est à dire une courte exposition préalable à

des concentrations faibles en sel, peut conférer une meilleure tolérance ou modifier la réponse

de la plante à un fort stress salin. Le rôle de l’acclimatation dans l’augmentation de la tolérance

des plantes aux contraintes de l’environnement, y compris la salinisation du sol, la chaleur et le

froid, a été décrit dans de nombreux cas (Janská et al., 2010; Pandolfi et al., 2012, 2016; Shen

et al., 2014; Wang et al., 2017; Takahashi et al., 2019). Lors d’un stress salin, les travaux menés

par Shen et al. (2014) ont montré qu’une phase d’acclimatation améliore la tolérance à la salinité

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des jeunes plantules d’Arabidopsis thaliana cultivées in vitro. D’autre part, des analyses de la variabilité naturelle chez plusieurs accessions d’Arabidopsis thaliana ont montré que la tolérance au sel sans acclimatation est un caractère quantitatif sous contrôle polygénique, alors que la tolérance au sel avec acclimatation est contrôlée par un seul locus d'osmotolérance commun aux accessions les plus tolérantes au sel (Katori et al., 2010). Ces observations suggèrent que les mécanismes génétiques qui contrôlent la tolérance à la salinité en réponse au stress avec et sans acclimatation sont différents.

IV. Les mécanismes de tolérance à la salinité chez la plante

Pour faire face à la forte salinité, les plantes peuvent mettre en place plusieurs stratégies de tolérance qui permettent essentiellement l’exclusion des ions Na

et la régulation de l’homéostasie osmotique et ionique au niveau des cellules. Classiquement, trois types de tolérance ont été décrites (Figure 7) : la tolérance osmotique qui permet la réduction de l’inhibition de la croissance et de la photosynthèse, l’exclusion des ions Na

et Cl

pour empêcher leur accumulation à des niveaux toxiques au niveau des feuilles, et la tolérance tissulaire qui inclus l’ensemble des régulations métaboliques au niveau cellulaire et les adaptations anatomiques pour faire face à l’accumulation de fortes concentrations du sel, notamment au niveau des feuilles.

IV.1. La perception du stress et les voies de signalisation impliquées

L’ensemble des mécanismes de tolérance contrôlant le fonctionnement cellulaire et le

développement mis en place par la plante est basé sur la perception, la transmission et le

traitement du signal En effet, la perception du stress au niveau des racines par des récepteurs

membranaires tels que les aquaporines et des canaux ioniques qui sont osmo- et mécano-

sensibles entraîne une activation des canaux calciques, ce qui a pour effet d’augmenter la

concentration de Ca

interne. Cette dernière va jouer le rôle d’un premier signal du stress

entraînant l’activation d’une cascade de signalisation intracellulaire très complexe qui génère à

son tour des molécules « signal » secondaires tel que les ROS, l’acide abcissique (ABA) et des

protéines ayant un rôle particulier dans la signalisation, de type « Mitogen-Activated Protein

kinase » (MAPK). Plusieurs études ont montré qu’un traitement par l’ABA, qui mime les effets

des stress osmotiques, tout comme la sécheresse, le froid et la forte salinité, entraînait une

augmentation rapide du taux de calcium dans les cellules végétales, qui agit alors comme

messager secondaire (Tuteja, 2007). Ce signal est transmis vers le noyau entraînant une

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induction de plusieurs gènes qui contribuent directement ou indirectement à la tolérance au stress.

Figure 7. Les trois principaux mécanismes de tolérance à la salinité chez les cultures.

Les mécanismes de tolérance à la salinité comprennent la tolérance tissulaires, la tolérance osmotique et les mécanismes d’exclusion d’ion d’après (Roy et al., 2014)

IV.1.1. La voie de signalisation par l’acide abscissique (ABA)

L’ABA est une importante phytohormone qui joue un rôle important dans la régulation du statut

hydrique des plantes et la tolérance aux stress osmotiques, tels que la sécheresse, le froid et la

forte salinité. Le stress perçu par les racines stimule la biosynthèse et l’accumulation de l’ABA

via l’activation des gènes impliqués dans la biosynthèse de l’ABA qui pourrait être activé par

des cascades de phosphorylation dépendante du calcium. L’ABA sera transporté comme signal

vers les feuilles à travers la régulation de la fermeture des stomates afin de réduire la perte d’eau

par transpiration. Les études ont suggéré que le stress osmotique généré par la forte salinité, le

froid ou la sécheresse sont transmis via deux voies de signalisation: ABA- dépendante et ABA-

indépendante. Les gènes qui sont induits par l’ABA présentent dans leurs régions promotrices

des éléments cis-régulateurs spécifiques qui sont reconnus par différents facteurs de

transcription pouvant intervenir en réponse au stress salin tels que les motifs de type ABRE

(ABA responsive element). La voie de signalisation ABA-dépendante active un facteur de

transcription de type basic leucine zipper ; AREB1, qui se lie à l’élément ABRE du promoteur

du gène RD29B qui code pour une protéine LEA-like (late embryogenesis abundant), activant

ainsi sa transcription (Uno et al., 2000) (Figure 8). La transcription de RD29A , un autre

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marqueur de stress, est régulée à la fois par la voie de signalisation ABA- dépendente et ABA- indépendante (Yamaguchi et al., 1993).

La voie de signalisation, dépendante ou pas de l’ABA , est responsable de la régulation transcriptionelle d’un très grand nombre de gènes intervenant dans la régulation de la transcription (facteurs de transcription), la signalisation hormonale, le métabolisme primaire et secondaire, dans les modifications de paroi et le transport (transporteurs) (Chan et al., 2013;

Shen et al., 2014; Seki et al., 2017). Un autre niveau de régulation, épigénétique (Sani et al., 2013; Deinlein et al., 2014) et post traductionnelle intervient dans la réponse au stress salin (Ronzier, 2013).

Figure 8. Réseaux de régulations transcriptionnelles induits par l’ABA et ceux impliqués dans les réponses à la sécheresse, au froid et à la salinité.

La signalisation de ces différents stress est médiée par les facteurs de transcriptions : NAC, ZF-HD, DREB2A / DREB2B et DREB1 / CBF, AREB1, RD22BP1 et MYC / MYB, qui intéragissent avec les cis- éléments : NACR, ZF-HDR, DRE / CRT , ABRE et MYCRS / MYBRS dans le promoteur des gènes de stress, respectivement. Abréviations : ABA, abscisic acid; ABRE, ABA‑ responsive element; AREB, ABRE‑ binding protein; CBF, C‑ repeat‑ binding factor; COR, cold regulated genes; CRT, C‑ repeat;

DRE, dehydration‑ responsive element; DREB, DRE‑ binding protein; ERD, early responsive to dehydration, MYB, myeloblastosis; MYBRS, MYB‑ recognition sequence; MYC, myelocytomato‑ sis;

MYCRS, MYC‑ recognition sequence; NACR, NAC‑ recognition site; RD, genes responsive to dehydration; ZF‑ HD; zinc‑ finger homeodomain. d’après (Tuteja, 2007)