• Aucun résultat trouvé

Chapitre 4 : Discussion

4.5 Perspectives

Ces travaux représentent les premiers pas de la caractérisation du rôle de SHP-1 dans l’homéostasie pulmonaire et du modèle murin de la

de SHP-1 dans la réponse inflammatoire à la fumée de cigarette. Ce projet comporte donc plusieurs perspectives à court et à long terme.

Une caractérisation plus approfondie des effets des agonistes de SHP-1 pourrait être réalisée notamment en étudiant la réponse des macrophages alvéolaires de souris traitées avec le SC-60 et le SC-43 à des stimuli bactériens ou viraux (LPS ou Poly I :C) in vitro. SHP-1 est un régulateur important des voies liées au récepteur TLR (Abram & Lowell, 2017). Toutefois, dans le cadre d’exposition prolongée à la fumée de cigarette et d’un traitement à long terme, l’utilisation d’autres agonistes plus solubles ou l’utilisation d’un véhicule plus adéquat devront être évaluées.

Les principales perspectives de ce projet sont en lien avec le modèle murin de la mutation ptpn6Ala457Thr. Afin de valider que l’hypothèse selon laquelle la

mutation ptpn6Ala457Thr exacerbe la réponse inflammatoire à la fumée de cigarette, il

serait important d’étudier l’inflammation pulmonaire suite à une exposition prolongée. En effet, les souris ptpn6Ala457Thr seront exposées durant six mois à la

fumée de cigarette. La réponse inflammatoire pourrait être évaluée par des comptes cellulaires différentiels et le dosage de médiateurs inflammatoires dans les lavages broncho-alvéolaires. De plus, la réponse des macrophages alvéolaires à divers stimuli des TLR pourrait être réalisée afin de bien caractériser les effets que cette mutation peut avoir sur la réponse inflammatoire pulmonaire.

Les récents résultats montrant des anomalies de la réponse immune et la découverte des amas cellulaire au niveau des poumons amènent une perspective très intéressante, soit celle de l’étude des effets de la mutation ptpn6Ala457Thr sur les

populations de lymphocytes. Ainsi, l’étude de la réponse immunitaire à un antigène T dépendant sera réalisée. Des souris sauvages et ptpn6Ala457Thr seront immunisées

en utilisant le NP-CGG, un antigène induisant une réponse immune nécessitant les lymphocytes B et T. Puisque SHP-1 module la différenciation des lymphocytes B, les impacts de la mutation ptpn6Ala457Thr sur les proportions de sous-types de

lymphocytes B seront étudiés (Pao et al., 2007). Des souris ptpn6Ala457Thr et

sauvages seront euthanasiées à différents temps, par exemple à quatre, huit et douze mois, afin de quantifier les types de lymphocytes B (B-1 ou B-2). Ces protocoles de vieillissement seront également utiles afin de caractériser l’apparition des amas cellulaires et d’autres anomalies immunitaires qui n’ont pas encore été observées. De plus, les premiers résultats d’immunisation démontrent un déficit en production d’anticorps de type IgG1. Comme mentionné précédemment, ces résultats suggèrent un lien possible entre la mutation ptpn6Ala457Thr et une

immunodéficience légère. Ainsi, la piste d’une immunodéficience commune variable sera explorée. Toutefois, le lien entre la présence d’un déficit immunitaire et l’emphysème pulmonaire demeure à établir.

L’étude d’une mutation homozygote ptpn6Ala457Thr est également une

perspective. Des souris homozygotes ptpn6Ala457Thr seront générées grâce à la

colonie déjà mise en place. Chez ces souris, l’inflammation pulmonaire induite par une exposition aigüe et chronique à la fumée de cigarette sera évaluée. L’étude des altérations causées aux populations lymphocytaires pourra aussi être évaluée. La mutation homozygote induira potentiellement un phénotype plus sévère chez les souris, ce qui aidera et accéléra grandement la découverte d’anomalies immunitaires causées par cette mutation.

Finalement, l’étude plus approfondie des populations cellulaires dans les lavages broncho-alvéolaires et le sang des patients porteurs de la mutation est une perspective essentielle afin de mieux comprendre les anomalies chez ces individus. Le modèle murin fournira des pistes d’études et d’analyse qui pourront être réalisées

macrophages, de neutrophiles et de lymphocytes seront quantifiées dans les lavages broncho-alvéolaires. La caractérisation plus approfondie des types de populations lymphocytaires pourra être réalisée dans le sang des individus.

Conclusion

Le but premier de ces travaux était de débuter la caractérisation du rôle de SHP-1 dans la réponse inflammatoire à la fumée de cigarette et dans le développement de l’emphysème pulmonaire. Ce projet découle de la découverte de la nouvelle mutation PTPN6Ala455Thr dans une famille québécoise qui lie SHP-1 à une

forme d’emphysème héréditaire. Ce projet consistait premièrement à caractériser les effets de l’activation de SHP-1 en contexte tabagique. Deuxièmement, les travaux réalisés ont permis d’étudier les effets de la mutation ptpn6Ala457Thr sur la

réponse pulmonaire inflammatoire à la fumée de cigarette dans un modèle murin. Le début de la caractérisation des anomalies immunitaires causées par cette mutation a également été réalisé lors de ce projet. Cette étude a d’ailleurs de nombreuses perspectives qui seront réalisées prochainement.

D’abord, l’inflammation pulmonaire induite par la fumée de cigarette est modulée par l’administration du SC-60 et du SC-43, des agonistes de SHP-1, principalement par une limitation du recrutement cellulaire. Puis, contrairement à l’hypothèse de départ, la mutation ptpn6Ala457Thr ne semble pas exacerber la réponse

inflammatoire à la fumée de cigarette suite à une exposition de huit semaines. Jusqu’à présent, aucun impact de la mutation ptpn6Ala457Thr sur les fonctions

pulmonaires n’a été observé. Ce résultat pourrait être expliqué par la durée insuffisante des protocoles. Étant donné que les souris étudiées sont hétérozygotes pour la mutation ptpn6Ala457Thr, les phénotypes recherchés pourraient prendre plus

de temps à apparaitre contrairement à ce qui est observé dans des modèles de mutation homozygote. De plus, il a été montré que les progéniteurs des macrophages sont grandement affectés par la mutation ptpn6Ala457Thr. En effet, les

macrophages dérivés de la moelle osseuse de souris mutées libèrent davantage des médiateurs inflammatoires en comparaison à ceux de souris sauvages lorsqu’ils

au niveau des poumons de souris mutées âgées de neuf mois a mené à l’étude des anomalies causées par cette mutation dans les populations lymphocytaires. D’ailleurs, les souris ptpn6Ala457Thr ont une réponse humorale altérée à une

immunisation avec un antigène T indépendant, ce qui suggère un lien possible entre cette nouvelle mutation et une immunodéficience. Toutefois, plusieurs expériences devront être réalisées afin d’établir un lien solide. De plus, les mécanismes expliquant comment une immunodéficience pourrait mener à l’emphysème pulmonaire sont actuellement inconnus.

Finalement, malgré les découvertes importantes réalisées dans ces travaux, de plus amples études seront nécessaires afin de mieux comprendre les effets de cette mutation et de lier toutes les observations. Malgré la découverte de plusieurs anomalies causées par la mutation ptpn6Ala457Thr, le lien direct entre SHP-1 et le

Bibliographie

Abram, C. L., & Lowell, C. A. (2017). Shp1 function in myeloid cells. J Leukoc Biol,

102(3), 657-675. doi:10.1189/jlb.2MR0317-105R

Abram, C. L., Roberge, G. L., Pao, L. I., Neel, B. G., & Lowell, C. A. (2013). Distinct roles for neutrophils and dendritic cells in inflammation and autoimmunity in motheaten mice. Immunity, 38(3), 489-501. doi:10.1016/j.immuni.2013.02.018

Adhikari, A., Martel, C., Marette, A., & Olivier, M. (2017). Hepatocyte SHP-1 is a Critical Modulator of Inflammation During Endotoxemia. Sci Rep, 7(1), 2218. doi:10.1038/s41598-017-02512-7

Archambaud, C., Salcedo, S. P., Lelouard, H., Devilard, E., de Bovis, B., Van Rooijen, N., . . . Malissen, B. (2010). Contrasting roles of macrophages and dendritic cells in controlling initial pulmonary Brucella infection. Eur J

Immunol, 40(12), 3458-3471. doi:10.1002/eji.201040497

Babior, B. M., Curnutte, J. T., & McMurrich, B. J. (1976). The particulate superoxide- forming system from human neutrophils. Properties of the system and further evidence supporting its participation in the respiratory burst. J Clin Invest,

58(4), 989-996. doi:10.1172/jci108553

Borchers, M. T., Wesselkamper, S. C., Harris, N. L., Deshmukh, H., Beckman, E., Vitucci, M., . . . Leikauf, G. D. (2007). CD8+ T cells contribute to macrophage accumulation and airspace enlargement following repeated irritant exposure.

Exp Mol Pathol, 83(3), 301-310. doi:10.1016/j.yexmp.2007.08.020

Bosse, Y. (2012). Updates on the COPD gene list. Int J Chron Obstruct Pulmon Dis,

7, 607-631. doi:10.2147/COPD.S35294

Bosse, Y., Lamontagne, M., Gaudreault, N., Racine, C., Levesque, M. H., Smith, B. M., . . . Maltais, F. (2019). Early-onset emphysema in a large French- Canadian family: a genetic investigation. Lancet Respir Med. doi:10.1016/S2213-2600(19)30056-6

Botelho, F. M., Bauer, C. M., Finch, D., Nikota, J. K., Zavitz, C. C., Kelly, A., . . . Stampfli, M. R. (2011). IL-1alpha/IL-1R1 expression in chronic obstructive pulmonary disease and mechanistic relevance to smoke-induced neutrophilia in mice. PLoS One, 6(12), e28457. doi:10.1371/journal.pone.0028457

Botelho, F. M., Gaschler, G. J., Kianpour, S., Zavitz, C. C., Trimble, N. J., Nikota, J. K., . . . Stampfli, M. R. (2010). Innate immune processes are sufficient for driving cigarette smoke-induced inflammation in mice. Am J Respir Cell Mol

Biol, 42(4), 394-403. doi:10.1165/rcmb.2008-0301OC

Boukhenouna, S., Wilson, M. A., Bahmed, K., & Kosmider, B. (2018). Reactive Oxygen Species in Chronic Obstructive Pulmonary Disease. Oxid Med Cell

Longev, 2018, 5730395. doi:10.1155/2018/5730395

CDC. (2019). Smoking and Tobacco use. Retrieved from

https://www.cdc.gov/tobacco/data_statistics/fact_sheets/fast_facts/index.ht m#beginning

Cho, M. H., Boutaoui, N., Klanderman, B. J., Sylvia, J. S., Ziniti, J. P., Hersh, C. P., . . . Silverman, E. K. (2010). Variants in FAM13A are associated with chronic obstructive pulmonary disease. Nat Genet, 42(3), 200-202. doi:10.1038/ng.535

Cho, M. H., Castaldi, P. J., Wan, E. S., Siedlinski, M., Hersh, C. P., Demeo, D. L., . . . Investigators, C. O. (2012). A genome-wide association study of COPD identifies a susceptibility locus on chromosome 19q13. Hum Mol Genet,

21(4), 947-957. doi:10.1093/hmg/ddr524

Chung, S. Y., Chen, Y. H., Lin, P. R., Chao, T. C., Su, J. C., Shiau, C. W., & Su, Y. (2018). Two novel SHP-1 agonists, SC-43 and SC-78, are more potent than regorafenib in suppressing the in vitro stemness of human colorectal cancer cells. Cell Death Discov, 5, 25. doi:10.1038/s41420-018-0084-z

Croker, B. A., Lawson, B. R., Rutschmann, S., Berger, M., Eidenschenk, C., Blasius, A. L., . . . Beutler, B. A. (2008). Inflammation and autoimmunity caused by a SHP1 mutation depend on IL-1, MyD88, and a microbial trigger. Proc Natl

Acad Sci U S A, 105(39), 15028-15033. doi:10.1073/pnas.0806619105

D'Hulst A, I., Vermaelen, K. Y., Brusselle, G. G., Joos, G. F., & Pauwels, R. A. (2005). Time course of cigarette smoke-induced pulmonary inflammation in mice. Eur

Respir J, 26(2), 204-213. doi:10.1183/09031936.05.00095204

Dale, D. C., Boxer, L., & Liles, W. C. (2008). The phagocytes: neutrophils and monocytes. Blood, 112(4), 935-945. doi:10.1182/blood-2007-12-077917 David Male, M., Brostoff, J., Roth, D., & Roitt, I. (2012). Immunology: With STUDENT

CONSULT Online Access: Elsevier Health Sciences.

Decramer, M., Janssens, W., & Miravitlles, M. (2012). Chronic obstructive pulmonary disease. The Lancet, 379(9823), 1341-1351. doi:10.1016/s0140- 6736(11)60968-9

Demkow, U., & van Overveld, F. J. (2010). Role of elastases in the pathogenesis of chronic obstructive pulmonary disease: implications for treatment. Eur J Med

Res, 15 Suppl 2, 27-35. doi:10.1186/2047-783x-15-s2-27

Doherty, D. F., Nath, S., Poon, J., Foronjy, R. F., Ohlmeyer, M., Dabo, A. J., . . . Geraghty, P. (2019). Protein Phosphatase 2A Reduces Cigarette Smoke- induced Cathepsin S and Loss of Lung Function. Am J Respir Crit Care Med,

200(1), 51-62. doi:10.1164/rccm.201808-1518OC

Dong, Q., Siminovitch, K. A., Fialkow, L., Fukushima, T., & Downey, G. P. (1999). Negative regulation of myeloid cell proliferation and function by the SH2 domain-containing tyrosine phosphatase-1. J Immunol, 162(6), 3220-3230. Dong, W., Wang, X., Bi, S., Pan, Z., Liu, S., Yu, H., . . . Zhang, W. (2014). Inhibitory

effects of resveratrol on foam cell formation are mediated through monocyte chemotactic protein-1 and lipid metabolism-related proteins. Int J Mol Med,

33(5), 1161-1168. doi:10.3892/ijmm.2014.1680

Donovan, C., Starkey, M. R., Kim, R. Y., Rana, B. M. J., Barlow, J. L., Jones, B., . . . Hansbro, P. M. (2019). Roles for T/B lymphocytes and ILC2s in experimental chronic obstructive pulmonary disease. J Leukoc Biol, 105(1), 143-150. doi:10.1002/JLB.3AB0518-178R

Drannik, A. G., Pouladi, M. A., Robbins, C. S., Goncharova, S. I., Kianpour, S., & Stampfli, M. R. (2004). Impact of cigarette smoke on clearance and

inflammation after Pseudomonas aeruginosa infection. Am J Respir Crit Care

Med, 170(11), 1164-1171. doi:10.1164/rccm.200311-1521OC

Dubois, M. J., Bergeron, S., Kim, H. J., Dombrowski, L., Perreault, M., Fournes, B., . . . Marette, A. (2006). The SHP-1 protein tyrosine phosphatase negatively modulates glucose homeostasis. Nat Med, 12(5), 549-556. doi:10.1038/nm1397

Edginton, A. N., Zimmerman, E. I., Vasilyeva, A., Baker, S. D., & Panetta, J. C. (2016). Sorafenib metabolism, transport, and enterohepatic recycling: physiologically based modeling and simulation in mice. Cancer Chemother

Pharmacol, 77(5), 1039-1052. doi:10.1007/s00280-016-3018-6

Foronjy, R. F., Ochieng, P. O., Salathe, M. A., Dabo, A. J., Eden, E., Baumlin, N., . . . Geraghty, P. (2016). Protein tyrosine phosphatase 1B negatively regulates S100A9-mediated lung damage during respiratory syncytial virus exacerbations. Mucosal Immunol, 9(5), 1317-1329. doi:10.1038/mi.2015.138 GOLD. (2020). 2020 Global strategy for prevention, diagnosis and management of

COPD Retrieved from https://goldcopd.org/gold-reports/

Gooptu, B., Ekeowa, U. I., & Lomas, D. A. (2009). Mechanisms of emphysema in alpha1-antitrypsin deficiency: molecular and cellular insights. Eur Respir J,

34(2), 475-488. doi:10.1183/09031936.00096508

Green, M. C., & Shultz, L. D. (1975). Motheaten, an immunodeficient mutant of the mouse. I. Genetics and pathology. J Hered, 66(5), 250-258. doi:10.1093/oxfordjournals.jhered.a108625

Grinnell, K. L., Chichger, H., Braza, J., Duong, H., & Harrington, E. O. (2012). Protection against LPS-induced pulmonary edema through the attenuation of protein tyrosine phosphatase-1B oxidation. Am J Respir Cell Mol Biol, 46(5), 623-632. doi:10.1165/rcmb.2011-0271OC

Guo, L., Johnson, R. S., & Schuh, J. C. (2000). Biochemical characterization of endogenously formed eosinophilic crystals in the lungs of mice. J Biol Chem,

275(11), 8032-8037. doi:10.1074/jbc.275.11.8032

Han, S., & Mallampalli, R. K. (2015). The Role of Surfactant in Lung Disease and Host Defense against Pulmonary Infections. Ann Am Thorac Soc, 12(5), 765- 774. doi:10.1513/AnnalsATS.201411-507FR

Hardin, A. O., Meals, E. A., Yi, T., Knapp, K. M., & English, B. K. (2006). SHP-1 inhibits LPS-mediated TNF and iNOS production in murine macrophages.

Biochem Biophys Res Commun, 342(2), 547-555.

doi:10.1016/j.bbrc.2006.02.005

Hodge, S., Hodge, G., Ahern, J., Jersmann, H., Holmes, M., & Reynolds, P. N. (2007). Smoking alters alveolar macrophage recognition and phagocytic ability: implications in chronic obstructive pulmonary disease. Am J Respir

Cell Mol Biol, 37(6), 748-755. doi:10.1165/rcmb.2007-0025OC

Hoffmann, D., & Hoffmann, I. (1997). The changing cigarette, 1950-1995. J Toxicol

Environ Health, 50(4), 307-364. doi:10.1080/009841097160393

Hogg, J. C., Chu, F., Utokaparch, S., Woods, R., Elliott, W. M., Buzatu, L., . . . Pare, P. D. (2004). The nature of small-airway obstruction in chronic obstructive pulmonary disease. N Engl J Med, 350(26), 2645-2653.

Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., & Weibel, E. R. (2010). An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care

Med, 181(4), 394-418. doi:10.1164/rccm.200809-1522ST

Hu, M. H., Chen, L. J., Chen, Y. L., Tsai, M. S., Shiau, C. W., Chao, T. I., . . . Chen, K. F. (2017). Targeting SHP-1-STAT3 signaling: A promising therapeutic approach for the treatment of cholangiocarcinoma. Oncotarget, 8(39), 65077- 65089. doi:10.18632/oncotarget.17779

Huang, T. T., Su, J. C., Liu, C. Y., Shiau, C. W., & Chen, K. F. (2017). Alteration of SHP-1/p-STAT3 Signaling: A Potential Target for Anticancer Therapy. Int J

Mol Sci, 18(6). doi:10.3390/ijms18061234

Iype, T., Sankarshanan, M., Mauldin, I. S., Mullins, D. W., & Lorenz, U. (2010). The protein tyrosine phosphatase SHP-1 modulates the suppressive activity of regulatory T cells. J Immunol, 185(10), 6115-6127. doi:10.4049/jimmunol.1000622

Janssen, W. J., McPhillips, K. A., Dickinson, M. G., Linderman, D. J., Morimoto, K., Xiao, Y. Q., . . . Gardai, S. J. (2008). Surfactant proteins A and D suppress alveolar macrophage phagocytosis via interaction with SIRP alpha. Am J

Respir Crit Care Med, 178(2), 158-167. doi:10.1164/rccm.200711-1661OC

John-Schuster, G., Hager, K., Conlon, T. M., Irmler, M., Beckers, J., Eickelberg, O., & Yildirim, A. O. (2014). Cigarette smoke-induced iBALT mediates macrophage activation in a B cell-dependent manner in COPD. Am J Physiol

Lung Cell Mol Physiol, 307(9), L692-706. doi:10.1152/ajplung.00092.2014

Jubinville, E., Routhier, J., Maranda-Robitaille, M., Pineault, M., Milad, N., Talbot, M., . . . Morissette, M. C. (2019). Pharmacological activation of liver X receptor during cigarette smoke exposure adversely affects alveolar macrophages and pulmonary surfactant homeostasis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol,

316(4), L669-L678. doi:10.1152/ajplung.00482.2018

Jubinville, E., Talbot, M., Berube, J. C., Hamel-Auger, M., Maranda-Robitaille, M., Beaulieu, M. J., . . . Morissette, M. C. (2017). Interplay between cigarette smoking and pulmonary reverse lipid transport. Eur Respir J, 50(3). doi:10.1183/13993003.00681-2017

Kamata, T., Yamashita, M., Kimura, M., Murata, K., Inami, M., Shimizu, C., . . . Nakayama, T. (2003). src homology 2 domain-containing tyrosine phosphatase SHP-1 controls the development of allergic airway inflammation.

J Clin Invest, 111(1), 109-119. doi:10.1172/jci15719

Kim, M., Morales, L. D., Jang, I. S., Cho, Y. Y., & Kim, D. J. (2018). Protein Tyrosine Phosphatases as Potential Regulators of STAT3 Signaling. Int J Mol Sci,

19(9). doi:10.3390/ijms19092708

King, T. E., Jr., Savici, D., & Campbell, P. A. (1988). Phagocytosis and killing of Listeria monocytogenes by alveolar macrophages: smokers versus nonsmokers. J Infect Dis, 158(6), 1309-1316. doi:10.1093/infdis/158.6.1309 Klebanoff, S. J. (1968). Myeloperoxidase-halide-hydrogen peroxide antibacterial

system. J Bacteriol, 95(6), 2131-2138.

Kokturk, N., Kilic, H., Baha, A., Lee, S. D., & Jones, P. W. (2016). Sex Difference in Chronic Obstructive Lung Disease. Does it Matter? A Concise Review. Copd,

Koo, G. C., Rosen, H., Sirotina, A., Ma, X. D., & Shultz, L. D. (1993). Anti-CD11b antibody prevents immunopathologic changes in viable moth-eaten bone marrow chimeric mice. J Immunol, 151(12), 6733-6741.

Kruger, J., Butler, J. R., Cherapanov, V., Dong, Q., Ginzberg, H., Govindarajan, A., . . . Downey, G. P. (2000). Deficiency of Src homology 2-containing phosphatase 1 results in abnormalities in murine neutrophil function: studies in motheaten mice. J Immunol, 165(10), 5847-5859. Retrieved from

https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11067945

http://www.jimmunol.org/content/jimmunol/165/10/5847.full.pdf

Lee, J., Taneja, V., & Vassallo, R. (2012). Cigarette smoking and inflammation: cellular and molecular mechanisms. J Dent Res, 91(2), 142-149. doi:10.1177/0022034511421200

Li, F. F., Shen, J., Shen, H. J., Zhang, X., Cao, R., Zhang, Y., . . . Ke, Y. (2012). Shp2 plays an important role in acute cigarette smoke-mediated lung inflammation. J Immunol, 189(6), 3159-3167. doi:10.4049/jimmunol.1200197 Li, X., Yang, H., Wu, S., Meng, Q., Sun, H., Lu, R., . . . Chen, R. (2017). Suppression of PTPN6 exacerbates aluminum oxide nanoparticle-induced COPD-like lesions in mice through activation of STAT pathway. Part Fibre Toxicol, 14(1), 53. doi:10.1186/s12989-017-0234-0

Li, Y. F., Xu, S., Ou, X., & Lam, K. P. (2014). Shp1 signalling is required to establish the long-lived bone marrow plasma cell pool. Nat Commun, 5, 4273. doi:10.1038/ncomms5273

Lim, D., Kim, W., Lee, C., Bae, H., & Kim, J. (2018). Macrophage Depletion Protects against Cigarette Smoke-Induced Inflammatory Response in the Mouse Colon and Lung. Front Physiol, 9, 47. doi:10.3389/fphys.2018.00047

Liu, C. Y., Su, J. C., Huang, T. T., Chu, P. Y., Huang, C. T., Wang, W. L., . . . Chen, K. F. (2017). Sorafenib analogue SC-60 induces apoptosis through the SHP- 1/STAT3 pathway and enhances docetaxel cytotoxicity in triple-negative breast cancer cells. Mol Oncol, 11(3), 266-279. doi:10.1002/1878- 0261.12033

Lukens, J. R., Vogel, P., Johnson, G. R., Kelliher, M. A., Iwakura, Y., Lamkanfi, M., & Kanneganti, T.-D. (2013). RIP1-driven autoinflammation targets IL-1α independently of inflammasomes and RIP3. Nature, 498(7453), 224-227. doi:10.1038/nature12174

Maeno, T., Houghton, A. M., Quintero, P. A., Grumelli, S., Owen, C. A., & Shapiro, S. D. (2007). CD8+ T Cells are required for inflammation and destruction in cigarette smoke-induced emphysema in mice. J Immunol, 178(12), 8090- 8096. doi:10.4049/jimmunol.178.12.8090

Maizels, N., Lau, J. C., Blier, P. R., & Bothwell, A. (1988). The T-cell independent antigen, NP-ficoll, primes for a high affinity IgM anti-NP response. Mol

Immunol, 25(12), 1277-1282. doi:10.1016/0161-5890(88)90042-9

Martin, R. R. (1973). Altered morphology and increased acid hydrolase content of pulmonary macrophages from cigarette smokers. Am Rev Respir Dis, 107(4), 596-601. doi:10.1164/arrd.1973.107.4.596

patients with chronic obstructive pulmonary disease. Inflamm Res, 54(1), 31- 36. doi:10.1007/s00011-004-1319-4

Morissette, M. C., Gao, Y., Shen, P., Thayaparan, D., Berube, J. C., Pare, P. D., . . . Stampfli, M. R. (2016). Role of BAFF in pulmonary autoantibody responses induced by chronic cigarette smoke exposure in mice. Physiol Rep, 4(24). doi:10.14814/phy2.13057

Morissette, M. C., Jobse, B. N., Thayaparan, D., Nikota, J. K., Shen, P., Labiris, N. R., . . . Stampfli, M. R. (2014). Persistence of pulmonary tertiary lymphoid tissues and anti-nuclear antibodies following cessation of cigarette smoke exposure. Respir Res, 15, 49. doi:10.1186/1465-9921-15-49

Morissette, M. C., Lamontagne, M., Berube, J. C., Gaschler, G., Williams, A., Yauk, C., . . . Bosse, Y. (2014). Impact of cigarette smoke on the human and mouse lungs: a gene-expression comparison study. PLoS One, 9(3), e92498. doi:10.1371/journal.pone.0092498

Morissette, M. C., Shen, P., Thayaparan, D., & Stampfli, M. R. (2015). Disruption of pulmonary lipid homeostasis drives cigarette smoke-induced lung inflammation in mice. Eur Respir J, 46(5), 1451-1460. doi:10.1183/09031936.00216914

Nakayama, K., Takahashi, K., Shultz, L. D., Miyakawa, K., & Tomita, K. (1997). Abnormal development and differentiation of macrophages and dendritic cells in viable motheaten mutant mice deficient in haematopoietic cell phosphatase. Int J Exp Pathol, 78(4), 245-257. Retrieved from

https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/9505936

National Center for Chronic Disease, P., Health Promotion Office on, S., & Health. (2014). Reports of the Surgeon General. In The Health Consequences of

Smoking-50 Years of Progress: A Report of the Surgeon General. Atlanta

(GA): Centers for Disease Control and Prevention (US).

Nesterovitch, A. B., Gyorfy, Z., Hoffman, M. D., Moore, E. C., Elbuluk, N., Tryniszewska, B., . . . Glant, T. T. (2011). Alteration in the gene encoding protein tyrosine phosphatase nonreceptor type 6 (PTPN6/SHP1) may contribute to neutrophilic dermatoses. Am J Pathol, 178(4), 1434-1441. doi:10.1016/j.ajpath.2010.12.035

Okenwa, C., Kumar, A., Rego, D., Konarski, Y., Nilchi, L., Wright, K., & Kozlowski, M. (2013). SHP-1-Pyk2-Src protein complex and p38 MAPK pathways independently regulate IL-10 production in lipopolysaccharide-stimulated macrophages. J Immunol, 191(5), 2589-2603. doi:10.4049/jimmunol.1300466

OMS. (2019). Tobacco. Retrieved from https://www.who.int/news-room/fact- sheets/detail/tobacco

OMS. (2020). Burden of COPD. Retrieved from

https://www.who.int/respiratory/copd/burden/en/

Oulton, M., Moores, H. K., Scott, J. E., Janigan, D. T., & Hajela, R. (1991). Effects of smoke inhalation on surfactant phospholipids and phospholipase A2 activity in the mouse lung. Am J Pathol, 138(1), 195-202.

Oulton, M. R., Janigan, D. T., MacDonald, J. M., Faulkner, G. T., & Scott, J. E. (1994). Effects of smoke inhalation on alveolar surfactant subtypes in mice.

Paling, N. R., & Welham, M. J. (2005). Tyrosine phosphatase SHP-1 acts at different stages of development to regulate hematopoiesis. Blood, 105(11), 4290- 4297. doi:10.1182/blood-2004-08-3271

Pao, L. I., Lam, K. P., Henderson, J. M., Kutok, J. L., Alimzhanov, M., Nitschke, L., . . . Rajewsky, K. (2007). B cell-specific deletion of protein-tyrosine phosphatase Shp1 promotes B-1a cell development and causes systemic autoimmunity. Immunity, 27(1), 35-48. doi:10.1016/j.immuni.2007.04.016 Park, J. H., & Levinson, A. I. (2010). Granulomatous-lymphocytic interstitial lung

disease (GLILD) in common variable immunodeficiency (CVID). Clin

Immunol, 134(2), 97-103. doi:10.1016/j.clim.2009.10.002

Pauwels, R. A., & Rabe, K. F. (2004). Burden and clinical features of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). The Lancet, 364(9434), 613-620. doi:10.1016/s0140-6736(04)16855-4

Pillai, S. G., Ge, D., Zhu, G., Kong, X., Shianna, K. V., Need, A. C., . . . Goldstein, D. B. (2009). A genome-wide association study in chronic obstructive pulmonary disease (COPD): identification of two major susceptibility loci.

PLoS Genet, 5(3), e1000421. doi:10.1371/journal.pgen.1000421

Plas, D. R., Williams, C. B., Kersh, G. J., White, L. S., White, J. M., Paust, S., . . . Thomas, M. L. (1999). Cutting edge: the tyrosine phosphatase SHP-1 regulates thymocyte positive selection. J Immunol, 162(10), 5680-5684. Retrieved from https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/10229799

Plutzky, J., Neel, B. G., & Rosenberg, R. D. (1992). Isolation of a src homology 2- containing tyrosine phosphatase. Proc Natl Acad Sci U S A, 89(3), 1123- 1127. doi:10.1073/pnas.89.3.1123

Postlethwait, E. M. (2007). Scavenger receptors clear the air. J Clin Invest, 117(3), 601-604. doi:10.1172/jci31549

Pratt, S. A., Finley, T. N., Smith, M. H., & Ladman, A. J. (1969). A comparison of alveolar macrophages and pulmonary surfactant(?) obtained from the lungs of human smokers and nonsmokers by endobronchial lavage. Anat Rec,

163(4), 497-507. doi:10.1002/ar.1091630402

Rego, D., Kumar, A., Nilchi, L., Wright, K., Huang, S., & Kozlowski, M. (2011). IL-6 production is positively regulated by two distinct Src homology domain 2- containing tyrosine phosphatase-1 (SHP-1)-dependent CCAAT/enhancer- binding protein beta and NF-kappaB pathways and an SHP-1-independent NF-kappaB pathway in lipopolysaccharide-stimulated bone marrow-derived

Documents relatifs