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2. Chapitre 2 : Les dérégulations de la voie Wnt/β-caténine dans les cellules AF

2.4. Discussion

Nos résultats ont montré que FANCC est un activateur des cibles transcriptionnelles de la β-caténine, comme le facteur de transcription c-Myc et qu’une mutation de FANCC induit une perte de cette activation transcriptionnelle. Par ailleurs, nous avons également montré que la répression transcriptionnelle de DKK1 n’est pas uniquement due à un mécanisme direct, via l’interaction de FANCC avec CtBP-1 99, mais est également le résultat

d’une régulation transcriptionnelle indirecte via le facteur de transcription c-Myc.

En effet, FANCC active la transcription de c-Myc, conduisant à une augmentation de la quantité de c-Myc, connu pour être un répresseur de DKK1 208. Sachant qu’il existe deux mécanismes de régulation de DKK1, il serait très intéressant d’effectué des immunoprécipitations de la chromatine du promoteur DKK1 avec un isolement de la fraction protéique et analyse en spectrométrie de masse de celle-ci. Ces résultats nous apporteraient de nombreuses informations, comme la localisation du ou des complexes régulateurs de

DKK1, ainsi que la composition de ces complexes.

Nos résultats ont également montré que FANCC sauvage, mais pas FANCC mutant, permet un enrichissement au noyau de la β-caténine active, dans des conditions non activatrices de la voie de Wnt/β-caténine. Nous avons également montré que les cellules exprimant un FANCC sauvage permettent une accumulation progressive de la forme active de la β-caténine lors d’un traitement au chlorure de lithium. Il est cependant à noter que nous n’avons pas observé cette accumulation au niveau de la β-caténine totale. Cela peut être expliqué par la rôle de la β-caténine dans le cytosquelette 149. En effet, si la variation de β-

caténine activée est faible par rapport à la quantité totale de β-caténine, il est possible de ne pas voir la variation de celle-ci.

Nos résultats ont également permis de montrer qu’une mutation de FANCC induit une augmentation de la quantité d’Axine-1, la protéine qui sert de plateforme d’assemblage du complexe de dégradation/neutralisation de la β-caténine. Cette augmentation traduit une augmentation du nombre de complexes, puisqu’il a été montré qu’Axine-1 est la protéine limitante pour déterminer le nombre de complexe de dégradation/neutralisation de la β- caténine 153. Nos résultats ont également montré une augmentation significative de la quantité

60 d’APC, une autre protéine du complexe de dégradation/neutralisation de la β-caténine. Nous avons pu montrer que cette augmentation semble être due à une interaction entre FANCC mutant et APC, et non FANCC sauvage et APC.

L’ensemble de nos résultats concernant la modulation de la voie Wnt/β-caténine nous ont permis de proposer un modèle qui peut être présenté dans un schéma. En effet, dans les cellules qui expriment un FANCC sauvage et fonctionnel ainsi qu’une voie Fanconi fonctionnelle, on observe la formation de complexe de dégradation/neutralisation de la β- caténine en quantité régulée. Ces complexes maintiennent les niveaux de β-caténine libre faible, sauf en cas d’activation de la voie de Wnt/β-caténine. On observe alors une accumulation de la β-caténine libre qui peut alors interagir avec FANCC pour sa relocalisation au noyau. Une fois au noyau, la β-caténine peut activer la transcription de ses cibles transcriptionnelles (figure 2.9 A). Dans des cellules mutantes pour FANCC, on observe une accumulation anomale de la quantité des protéines plateformes du complexe de dégradation/neutralisation de la β-caténine, dont la protéine Axine-1. Or, il est connu que c’est la quantité de cette protéine qui permet de déterminer le nombre de complexe de dégradation/neutralisation 153. Nous supposons que l’augmentation de la quantité d’Axine-1

induit donc la formation d’un nombre anormal de complexe de dégradation/neutralisation de la β-caténine, ce qui empêche l’accumulation de la β-caténine, même lors de l’activation de la voie de Wnt/β-caténine. La β-caténine ne pouvant plus accumuler au cytoplasme ni se relocaliser au noyau, les cibles transcriptionnelles de la β-caténine ne sont donc plus activées à un niveau normal (figure 2.9 B). Ce modèle permet d’expliquer la perte d’activation des cibles de la β-caténine dans les cellules déficientes en FANCC, mais il n’indique pas, pour des raisons de simplification, que c’est ce défaut d’activation des cibles de la β-caténine et plus particulièrement de c-Myc qui est à l’origine de la perte de répression de DKK1 dans les cellules exprimant un FANCC mutant.

Ce schéma modèle montre également que FANCC mutant, mais non FANCC sauvage, interagit avec APC. Nous avons fait le choix de montrer FANCC dans un même complexe qu’APC et Axine-1, puisque même si les immunoprécipitations n’ont pas montré

61 d’interaction directe entre FANCCmutant et Axine-1, elles ont montré qu’Axine-1 interagit avec APC et APC interagit avec FANCCmutant.

62 Figure 2.9: Schéma proposant un mécanisme de régulation de la β-caténine par FANCC

Modèle de mécanisme proposé pour la régulation de la β-caténine par FANCC. (A) dans les cellules exprimant un FANCC fonctionnel, on observe une quantité normale du nombre de complexes de dégradation/neutralisation de la β-caténine, ce qui permet à la β-caténine de s’accumuler au cytoplasme lors d’une activation de la voie Wnt/β-caténine. La β-caténine peut alors se relocaliser au noyau pour activer ses cibles transcriptionnelles. (B) Dans les cellules déficientes en FANCC, on observe une accumulation anormale du nombre de complexes de neutralisation/dégradation de la β-caténine, ce qui inhibe l’accumulation de la β-caténine au cytoplasme. Cette protéine ne peut alors plus se relocaliser au noyau et activer ses cibles transcriptionnelles.

63 Par ailleurs, il a été montré que la β-caténine est un partenaire protéique de FANCC 99,209

et que cette interaction permet la relocalisation de la β-caténine et de FANCC au noyau. Cependant, le maintien de cette interaction au noyau est actuellement non connu. Il serait donc très intéressant d’effectuer des immunoprécipitations de la fraction nucléaire afin de déterminer si l’interaction entre FANCC et la β-caténine est maintenue au noyau. Ces immunoprécipitations permettraient également de vérifier que l’interaction de FANCC et CtBP-1 a bien lieu au noyau, ce qui confirmerait que ces protéines participent ensembles à la répression transcriptionnelle de DKK1 99,100.

Les résultats présentés ici ont aussi mis en avant que les fibroblastes dérivés de patients mutés pour FANCC (PD331) montrent un taux d’expression de c-Myc diminué, en comparaison à ces mêmes cellules complémentées avec un FANCC sauvage et fonctionnel (PD331/C). Le facteur de transcription c-Myc étant bien connu pour être un oncogène impliqué dans le développement et la prolifération de nombreux cancers 210,211, nous avons testé l’expression de cette protéine dans une lignée cancéreuse dérivée de patients mutant pour FANCC (VU1131-T2-8) et ces mêmes cellules complémentées avec un FANCC sauvage et fonctionnel (VU1131-T2-8/FAC). De manière surprenante, on n’observe pas de variation d’expression de c-Myc dans les cellules cancéreuses exprimant un FANCC mutant ou un FANCC sauvage. Pour expliquer ce résultat, nous émettons l’hypothèse que dans les fibroblastes mutant pour FANCC, l’oncogène c-Myc est maintenu à un niveau très faible, ce qui permettrai à ces cellules de ralentir leur cycle de division, laissant plus de temps à la machinerie de réparation de l’ADN de jouer son rôle. Par ailleurs, en plus de contrôler l’expression de gènes impliqués dans la division cellulaire 211, le facteur de transcription c- Myc a aussi un rôle anti-apoptotique 215. La diminution de son expression permettant donc aux cellules mutantes pour FANCC d’entrer plus facilement en apoptose si les dommages sont trop importants.

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3. Chapitre 3 : Régulation transcriptionnelle de c-Myc

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